© Borgis - Nowa Medycyna 2/2009, s. 142-148
*Tadeusz Płusa
Współczesne zagrożenia zakażeniami wirusowymi
Actual threats of viral infections
Wojskowy Instytut Medyczny, Klinika Chorób Wewnętrznych, Pneumonologii i Alergologii CSK MON w Warszawie,
Kierownik Instytutu: prof. dr hab. med. Tadeusz Płusa
Streszczenie
Nowadays bioterrorism is in a focus of interest over the world. It is well known that viral pathogens may be useful as a biological weapon. Haemorrhagic fevers cased by viruses called as Ebola or Marburg are a very serious diseases leading to shock and death. Inhaled rout of viral infections should be related to the great area of the lung tissue. The number of inhaled pathogens influence the clinical picture, duration and complications of infection.
On the other side, the natural biological factors are able to threat of the human being. Avian flu or SARS infections showed that a lot of victims may be expected in many countries, because the world became a small village. The big agglomerations and mass events give an unique opportunity for terrorist attack with the use of the biological weapon.
For this reason a quick diagnostic procedures are very useful in the proper management of serious viral infections. The antibiotics are not fully effective in therapy of respiratory tract infections caused by viral pathogens. To prevent the serious viral diseases of the respiratory tract a new vaccines against viral antigens are examined and prepared for application in critical situations.
Skażenie powietrza, jako tzw. wariant aerozolowy broni biologicznej, jest najbardziej niebezpieczne, ale równocześnie najbardziej realne do użycia przez bioterrorystów. Wynika to z faktu, że większość czynników biologicznych łatwo może być przenoszona drogą powietrzną. Z kolei duża dostępność urządzeń do wytworzenia aerozolu stwarza dogodną sytuację do zastosowania tej formy do rozprzestrzenienia groźnych dla życia patogenów (1). Pewnym ograniczeniem dla tego sposobu jest zagrożenie dla samego bioterrorysty oraz brak elementu pełnego zaskoczenia.
Szybkość pojawiania się objawów pozostaje w ścisłej zależności od liczby zainhalowanych patogenów i ich zjadliwości. Posiadana wiedza w tym zakresie może być decydująca o właściwym rozpoznaniu i podjęciu skutecznego postępowania.
Ospa prawdziwa
Ospa prawdziwa (Variola vera) wywoływana jest dużym wirusem, którego rezerwuarem był człowiek (obecnie chorobę uznaje się za wyeliminowaną) (2, 3, 4, 5). Badania nad tym patogenem wskazują, że może on być przedmiotem zainteresowania i stanowić istotne zagrożenie przy użyciu jako broń biologiczna. Podejmowane próby nad genetyczną „modyfikacją” wirusa stwarzają szczególnie niebezpieczną sytuację.
– Okres wylęgania najczęściej wynosi ok. 10-12 dni, ale niekiedy może trwać nawet 21 dni. Choroba może rozprzestrzeniać się na drodze wziewnej, a także przez bezpośredni kontakt z chorymi i przedmiotami używanymi przez nich. Przy ekspozycji wziewnej wirusy ospy trafiają poprzez górne drogi oddechowe do części obwodowych, a następnie do regionalnych węzłów chłonnych, gdzie następuje replikacja wirusów i wiremia.
– Obraz kliniczny choroby zależny jest od pochłoniętej dawki i drogi zakażenia wirusem. Po okresie wylęgania następują nasilone stany gorączkowe do 40°C, z bólami głowy, kończyn i gardła. U 15% obserwuje się objawy delirum (5). Zmiany skórne mają początkowo charakter plamek i grudek, które przekształcają się w pęcherzyki. Po kilku dniach ulegają one powiększeniu w wielokomorowe pęcherze, a wraz z tym dochodzi do ich ropienia i zwiększenia ciepłoty ciała. Na skutek posocznicy może dochodzić do rozsiewu zmian do narządów wewnętrznych. W postaci krwotocznej (hemorrhagic type), bardzo gwałtownej, obserwuje się objawy ciężkiej niewydolności oddechowej i objawów zapalenia mózgu.
Do rozpoznania choroby pomocne są metody serologiczne – testy precypitacji, aglutynacji i hodowli tkankowej wirusów.
Wirusowe gorączki krwotoczne
Zespoły chorobowe wirusowej gorączki krwotocznej (VHF – viral hemorrhagic fever) spowodowane są zakażeniem różnego typu wirusami zawierającymi RNA.
Ze względu na sposób zakażenia w warunkach naturalnych wyróżnia się wirusowe gorączki (6):
– szerzące się na drodze bezpośredniego kontaktu wziewnego z wydalinami i wydzielinami gryzoni, np. gorączki z regionu Ameryki Południowej (argentyńska gorączka krwotoczna wywołana przez wirusa Junin, boliwijska gorączka krwotoczna wywołana przez wirusa Machupo, brazylijska gorączka krwotoczna wywołana przez wirusa Sabia), a także gorączki spowodowane przez Hanta-wirusy (szczep Dobrava na Półwyspie Bałkańskim i szczep Puumala w europejskiej części Rosji, Skandynawi, Czechach, Słowacji i sporadycznie w Europie Zachodniej);
– przenoszone przez kleszcze są odpowiedzialne za występowania krymsko-kongijskiej i omskiej gorączki krwotocznej oraz gorączki lasu Kyasanur; ale w łańcuchu epidemicznym należy uwzględnić także ptaki wędrowne, które stają się środkiem transportu dla kleszczy nawet na bardzo duże odległości;
– przenoszone przez komary na obszarach Azji, Afryki i Ameryki Południowej wywołują m.in. żółtą febrę i dengę (czynnikiem są Flavovirusy występujące w krajach tropikalnych), a rezerwuarem są dzikie zwierzęta, w tym małpy;
– przenoszone przez bezpośredni kontakt z osobą chorą, m. in. gorączka Lassa stwierdzana endemicznie w Afryce Zachodniej, mimo że pierwotnym źródłem zakażenia są gryzonie;
– wirusy Marburg i Ebola należą do rodziny Filoviridae,zawierają RNA i występują w dwóch biotypach. Głównym rezerwuarem wirusów są małpy. Drogą szerzenia się zakażenia jest kontakt bezpośredni między ludźmi, a także krew, wydzieliny, narzędzia chirurgiczne i strzykawki. Nie wyklucza się drogi wziewnej do szerzenia się choroby. Nie mniej za wrota zakażenia przyjmuje się skórę, przewód pokarmowy, spojówki oka i drogi oddechowe.
Obraz kliniczny zakażenia wirusem gorączki krwotocznej jest bardzo burzliwy. Przy objawach ogólnego rozbicia i osłabienia pojawiają się stany gorączkowe, bóle gardła, wymioty oraz plamisto-grudkowe zmiany skórne. W dalszej kolejności rozwijają się objawy zespołu wykrzepiania wewnątrznaczyniowego, który warunkuje ciężki, śmiertelny przebieg zakażenia. Krwawienia z dróg oddechowych, przewodu pokarmowego i dróg rodnych prowadzą do wstrząsu, zespołu zaburzeń neurologicznych (zaburzenia zachowania, dezorientacja, upośledzenie pamięci) i uszkodzenia narządów miąższowych (7). Stan chorych jest bardzo ciężki, charakteryzujący się znaczny osłabieniem, odwodnieniem i wyniszczeniem. W końcowym okresie choroby dochodzi do znacznego obniżenia ciśnienia tętniczego krwi, przyspieszenia częstości oddechów, bezmoczu i zaburzeń świadomości. Stopień niewydolności nerek pozostaje w bezpośredniej zależności od stopnia zaburzeń krążenia (6, 8). Chorzy zakażeni wirusem Marburg lub Ebola umierają w wyniku objawów wstrząsu między 7 a 16 dniem choroby. W nielicznych przypadkach uzyskuje się opanowanie objawów choroby i wówczas proces zdrowienia stwierdzany jest po14 dniach od początku wystąpienia objawów choroby. W okresie powolnej rekonwalescencji obserwuje się objawy zapalenia stawów, zaburzenia wzroku i słuchu.
Rozpoznanie choroby oparte jest na ocenie obrazu klinicznego oraz wskaźnikach ciężkiego stanu chorego. Stwierdza się m.in. limfopenię, trombocytopenię, podwyższenie stężenia aminotransferaz, a także zmiany we wskaźnikach krzepnięcia. Możliwe jest także wykorzystanie metod immunofluorescencji pośredniej, immunoenzymatycznej (ELISA) i Western-blott do wykrywania przeciwciał przeciw-wirusowych, które pojawiają się dopiero po 7-10 dniach. Najbardziej jednak wiarygodne jest wykazanie obecności antygenów wirusa lub jego izolacja. Wykonywana jest także próba biologiczna na świnkach morskich i chomikach i in vitro na małpich komórkach vero. W badaniu pośmiertnym w utrwalonych w formalinie wycinkach skóry możliwe jest wykazanie obecności wirusów.
Prowadzone są w National Institutes of Health badania na małpach nad szczepionką przeciw wirusowi Ebola. W mechanizmie szczepionki wykorzystuje się przeciwciała oraz komórki T skierowane przeciwko wirusowi. Pierwsze podanie szczepionki DNA „przygotowuje” układ odpornościowy, a podanie drugiej porcji, w której wektorem jest osłabiony adenowirus, wywołuje oczekiwany efekt (6, 7, 8).
Zakażenia hantawirusem
Hantawirusy należą do rodziny Bunyaviridae i rodzaju Hantawirus. Namnażają się pierwotnie u gryzoni, głównie z rodziny Muridae i podrodzin: Arvicolinae, Murinae Muranie Sigmodontinae (9, 10). Transmisja wirusa na człowieka nie wymaga bezpośredniego kontaktu z nosicielem. Przeniesienie wirusa od gryzonia zwykle dokonuje się drogą wziewną, najczęściej poprzez inhalację skażonych wirusem aerozoli z domieszką wydalin gryzoni (kał, ślina lub mocz) (11, 12, 13).
Pojawiają się doniesienia o zachorowaniach w Afryce, Azji (14, 15, 16) czy Australii (12). O ile zachorowania w Azji i Europie od dawna rozpoznawane były przez służbę medyczną, o tyle zachorowania u ludzi w Amerykach Północnej i Południowej zostały udokumentowane jako istotne zoonozy dopiero w ostatniej dekadzie (12, 13). Lista poszczególnych gatunków hantawirusów nadal rośnie i jest systematycznie aktualizowana (11, 12, 13). Prowadzone badania w krajach europejskich wskazują, że kontakt z hantawirusem jest częsty i dotyczy szczepów Puumala i Dobrava, czego potwierdzeniem są wyniki uzyskane na Litwie (17).
Genom hantawirusów jest trzyczęściowy, składa się z trzech segmentów pojedynczej nici RNA. Segmenty L, M, S kodują odpowiednio: polimerazę (transkryptazę RNA), prekursorowe glikoproteiny (określane jako G1 i G2) oraz białko nukleokapsydu (12, 13). Badania przeprowadzone za pomocą mikroskopu elektronowego pokazują, że cząsteczki hantawirusów morfologicznie przypominają inne wirusy z tej samej rodziny: są kulistymi bądź owalnymi cząsteczkami o średnicy 80-120 nm lub też mogą przybierać dłuższe formy do 170 nm (12).
Patogeneza zakażenia hantawirusami u ludzi nie została do końca poznana. Uważa się, że wiremia występuje w późniejszej kolejności do zakażenia makrofagów płucnych lub innych pierwotnie docelowych struktur. Prowadzi to do zakażenia w obrębie śródbłonka nerek i płuc, bo hantawirusy atakują pierwotnie właśnie śródbłonek naczyń. Zakażenie w obrębie śródbłonka układu małych naczyń, zwłaszcza w obrębie płuc, w zespole płucnym najprawdopodobniej odpowiada za wystąpienie ciężkiego obrzęku płuc (12, 13).
Inwazja komórkowa niektórych hantawirusów jest mediowana przez β3-integryny (12). Efekt cytopatologiczny wydaje się nie mieć znaczenia dla ludzkich komórek zakażonych tymi wirusami, bowiem wskazuje się na mechanizmy immunologiczne choroby (12, 13). Wśród zmian znajdowanych w badaniach histopatologicznych poszczególnych narządów stwierdzane są: ostre cewkowo-śródmiąższowe zapalenie nerek, śródmiąższowe zapalenie płuc, wytwarzanie błon szklistych płucach oraz nacieki z komórek jednojądrzastych (12, 18).
Kliniczne cechy gorączki krwotocznej z zespołem nerkowym (HFRS – haemorrhagic fever with renal syndrome) zostały opisane u chorych poza obiema Amerykami. Opisy objawów obecnie rozpoznawanych jako charakterystyczna dla HFRS zamieszczane były już w europejskim piśmiennictwie medycznym w XX wieku, a wcześniejszej w czasopismach chińskich i koreańskich (19). Obecnie za czynniki wywołujące HFRS uznaje się następujące gatunki wirusów: Dobrava-Belgrade (zwykle określany jako wirus Dobrava), Hantaan, Puumala i Seoul. Inne wirusy wywołujące HFRS są obecnie uznawane za podgatunki wyżej wymienionych (11, 12, 13).
Wirus Dobrava-Belgrade znajdowany jest na Bałkanach i prawdopodobnie również w innych rejonach Europy Południowej, podczas gdy wirus Hantaan spotykany jest w Chinach, dalekiej wschodniej Rosji i Korei (10, 15, 18). Gorączka krwotoczna z zespołem nerkowym ma zwykle łagodniejszy przebieg, jeżeli czynnikiem ją wywołującym jest wirus Seul. Śmiertelność w tym przypadku wynosi do 2%, pomimo że spotykane jest tutaj bardziej wyraźne zajęcie wątroby niż w przypadkach ciężkiego HFRS (12). Wirus Seoul jest związany z gryzoniami (szczurami i myszami) i ich globalnym rozprzestrzenieniem, co wynika z rozwoju międzynarodowego transportu (12, 13).
Łagodniejsza forma HFRS (nefropatia epidemiczna NE) jest wywoływana przez wirus Puumala w Skandynawii i Europie na zachód od Uralu. Wiąże się również z śmiertelnością mniejszą niż 1%. Objawy epidemicznej neuropatii są łagodniejsze, poszczególne fazy choroby mniej wyrażone, a zajęcie nerek relatywnie mniejsze (12, 13, 16).
HFRS może mieć przebieg łagodny, umiarkowany lub ciężki, co zależy częściowo od rodzaju wirusa wywołującego chorobę. Ciężki przebieg HFRS zwykle związany jest z zakażeniem wirusami Dobrava i Hantaan, choroba o umiarkowanym przebiegu z wirusem Seul, natomiast łagodna postać z wirusem Puumala (11, 12). Charakteryzuje się rozwojem grypopodobnej choroby z gorączką, która może prowadzić do rozwoju objawów krwotocznych i uszkodzenia nerek. W postaci ciężkiej wywoływanej przez wirusy Dobrava i Hantaan okres inkubacji wynosi 2 do 3 tygodni, po których następuje faza grypo-podobnych objawów prodromalnych trwających 3-5 dni. Krwawienie może pojawić się już podczas fazy prodromalnej i objawia się zaczerwienieniem twarzy lub nastrzyknięciem spojówek i błon śluzowych. Nagła i ciężka albuminuria występująca około czwartego dnia gorączki jest również charakterystyczna dla postaci ciężkiej. Po tym objawie następuje faza hipotensji trwająca od kilku godzin do kilku dni, trombocytopenia (z plamistą wysypką) oraz często nudności i wymioty. Objawy wstrząsu obserwowane są u około 15% pacjentów (16, 21, 31). Mniej więcej połowa przypadków śmiertelnych dotyczy kolejnej fazy przebiegającej z oligurią i wynika głównie z niewydolności nerek (16). U pacjentów, którzy przeżyją diureza normalizuje się w przeciągu miesięcy, pełna rekonwalescencja natomiast dokonuje się zwykle w przeciągu kolejnych tygodni lub miesięcy. Śmiertelność w tej postaci wynosi około 7% (11, 12). Przytoczone powyżej objawy postaci ciężkiej z niejasnych przyczyn nie są obserwowane u wszystkich chorych, natomiast na pewno są przedmiotem intensywnych badań.
Zespół płucny wywołany przez hantawirusy (HPS – Hantavirus pulmonary syndrome) został pierwszy raz rozpoznany w 1993 roku i jest chorobą występującą w Ameryce Północnej i Południowej (12, 14). Wirus Sin Nombre (SNV) był czynnikiem sprawczym większości przypadków powyższego zespołu w Ameryce Północnej. Opisane przypadki zachorowań w Stanach Zjednoczonych wskazują na duże zróżnicowanie geograficzne (6), a także na cięższy przebieg HPS niż HFRS oraz wyższą śmiertelność sięgającą 40% (12, 13).
HPS charakteryzuje prodromalna faza gorączkowa, objawy zakażenia układu oddechowego, kardiogennym wstrząsem i objawami hematologicznymi. Spośród hantawirusów wywołujących HPS, zakażenie SNV przebiega z objawami klinicznymi głównie z zakresu klatki piersiowej (12, 13). W przebiegu zakażeń „amerykańskimi” typami wirusów objawy choroby stwierdzane są często także poza klatką piersiową (13, 14). W zespole płucnym wywoływanym przez SNV okres inkubacji trwa od 14 do 17 dni. Zajęcie nerek w tej chorobie jest zjawiskiem częstym, aczkolwiek rzadko stanowi główny problem kliniczny (13). Podczas fazy gorączkowej, zwykle trwającej od 3 do 5 dni występują: bóle głowy, bóle mięśni, złe samopoczucie oraz gorączka o gwałtownym początku. Jednocześnie nie obserwuje się kaszlu i nieżytu nosa (12). Stopniowo pojawiają się: trombocytopenia, jadłowstręt, bóle brzucha, nudności, wymioty. Po okresie gorączkowym następuje zajęcie serca i płuc, które zwykle zbiega się w czasie z hospitalizacją chorego. Kaszel zwykle jest obecny, jednakże objawy ze strony przewodu pokarmowego mogą zdominować obraz kliniczny choroby (13, 19). Typowe zmiany obserwowane w badaniu przedmiotowym to: tachypnoe, tachykardia, niedociśnienie ortostatyczne, nad polami płucnymi słyszalne mogą być pojedyncze trzeszczenia (12, 20).
W badaniach laboratoryjnych stwierdza się u chorych: małopłytkowość, podwyższony hematokryt oraz krążące we krwi obwodowej immunoblasty (często opisywane jako limfocyty atypowe) (12, 13). W badaniu gazometrycznym stwierdza się niskie ciśnienie parcjalne tlenu, dwutlenku węgla oraz niską saturację. Po 48 godzinach od zajęcia płuc i serca rozwija się ciężki obrzęk płuc.
Diagnostyczne badania serologicznei molekularne
Z różnych testów serologicznych stosowanych do wykrywania przeciwciał przeciw hantawirusom stosuje się głównie odczyny immunofluorescencji i oznaczania przeciwciał w klasie IgG i IgM metodą ELISA (13, 17).Z uwagi na krzyżowo neutralizujące przeciwciała przeciwko kilku wirusom „Starego Świata” wytwarzane podczas ostrej fazy choroby, zwykle niemożliwe jest ustalenie konkretnego gatunku wirusa metodą serologiczną. Obecnie metodą z wyboru wydają się techniki biologii molekularnej, a zwłaszcza RT-PCR. RNA do powyższych oznaczeń uzyskuje się z krwi pełnej, surowicy bądź tkanek z sekcji (12).
Badania sekwencji nukleotydów hantawirusa są przydatne do typowania zakażenia w poszczególnych regionach świata oraz określania kierunków rozprzestrzeniania się choroby. Potwierdzono to zarówno na terenie Rosji (10), jak i w Stanach Zjednoczonych (21). Badania fragmentów S (small) i M (medium) genomu wirusa były pomocne w prowadzonej diagnostyce na terenie Chorwacji w 2002 r. w czasie epidemicznych zachorowań (22).
Powyżej zamieściliśmy fragment artykułu, do którego możesz uzyskać pełny dostęp.
Mam kod dostępu
- Aby uzyskać płatny dostęp do pełnej treści powyższego artykułu albo wszystkich artykułów (w zależności od wybranej opcji), należy wprowadzić kod.
- Wprowadzając kod, akceptują Państwo treść Regulaminu oraz potwierdzają zapoznanie się z nim.
- Aby kupić kod proszę skorzystać z jednej z poniższych opcji.
Opcja #1
29 zł
Wybieram
- dostęp do tego artykułu
- dostęp na 7 dni
uzyskany kod musi być wprowadzony na stronie artykułu, do którego został wykupiony
Opcja #2
69 zł
Wybieram
- dostęp do tego i pozostałych ponad 7000 artykułów
- dostęp na 30 dni
- najpopularniejsza opcja
Opcja #3
129 zł
Wybieram
- dostęp do tego i pozostałych ponad 7000 artykułów
- dostęp na 90 dni
- oszczędzasz 78 zł
Piśmiennictwo
1. Ingesby T.V., Henderson D.A., Bartlett J.G. i wsp.: Anthrax as a biological weapon. Medical and public health management. JAMA, 1999, 18, 1735-1744. 2. Chomiczewski K.: Wspó-czesne poglądy na zagrożenie bronią biologiczną. Lek. Wojsk., 2002,78/1,5-9. 3. Franz D.R., Jahring P.B., Friedlander A.M. i wsp.: Clinical recognition and management of patients exposed to biological warfare agents. JAMA, 1997, 278/5, 399-411. 4. Gall W., Grzybowski J.: Wybrane zagadnienia dochodzenia epidemiologicznego w przypadkach militarnego lub terrorystycznego ataku biologicznego. - w: Chomiczewski K., Grzybowski J., Gall W. (red.): Epidemiologia dzia-ań wojennych i katastrof. ß. Medica Press, Bia-a Podlaska, 2001,66-82. 5. Holloway H.C., Norwood A.E., Fullerton C.S. i wsp.: The treat of biological weapons. Prophylaxis and mitigation of psychological and social consequences. JAMA, 1997, 278/5, 425-7. 6. Voelker R.: Surviving Ebola. JAMA, 1999,281,18. 7. Zaiki S.R.: A novel immunohistochemical assay for the detection of Ebola virus in skin: implications for diagnosis, spread and surveillance of Ebola hemorrhagic fever. J. Infect. Dis., 1999, 179/suppl.1, S36-47. 8. P-usa T., Jahnz-Różyk K.: Broń biologiczna. Medpress, Warszawa,2002. 9. Kallio-Kokko H., Laakkonen J., Rizzoli A. et al.: Hantavirus and arenavirus antibody prevalence in rodents and humans in Trentino, Northern Italy. Epidemiol. Infect., 2005,1-7, 21-5. 10. Tkachenko E.A., Okulova N.M., Iunicheva I.V. et al.: The epizootological and virological characteristics of a natural hantavirus infection focus in the subtropic zone of the Krasnodarsk Territory. Vopr. Virusol., 2005, 50/3,14-9. 11. Kanerva M., Mustonen J., Vaheri A.: Pathogenesis of Puumala and other Hantavirus infections. Rev. Med. Virol., 1998, 8, 67-86. 12. Lednicky J.A.: Hantaviruses. A short review. Arch. Pathol. Lab. Med., 2003, 127, 30- 35. 13. McCaughey C., Hart C.A.: Hantaviruses. J. Med. Microbiol., 2000, 49, 587-599. 14. Douglass R.J., Calisher C.H., Bradley K.C.: State-by-state incidences of hantavirus pulmonary syndrome in the United States, 1993-2004. Vector Borne Zoonotic Dis., 2005, 5/2,189-92. 15. Qiao G., PangS.S., Zhang H.L. et al.: Analysis of part of M gene and genotyping for M segment of hantavirus detected from HFRS patients´ sera in Qingdao region during 2000-2003. Zhonghua Shi Yan He Lin Chuang Bing Du Xue Za Zhi,2005,19/1,22-4. 16. Tai P.W., Chen L.C., Huang C.H.: Hanta hemorrhagic fever with renal syndrome: a case report and review. J. Microbiol. Immunol. Infect., 2005, 38/3,221-3. 17. Sandmann S., Meisel H., Razanskiene A. et al.: Detection of human hantavirus infections in Lithuania. Infection, 2005,33/2,66-72. 18. Severson W., Xu X., Kuhn M. et al.: Essential amino acids of the hantaan virus N protein in its interaction with RNA. J. Virol., 2005,79/15,1032-9. 19. Strady C., Jaussaud R., Remy G. et al.: Hantavirus infections. Presse Med., 2005, 34/5,391-9. 20. Mailles A., Vaillant V., Haeghebaert S. et al.: Increase of Hantavirus infections in France, 2003. Med. Mal. Infect., 2005, 35/2,68-72. 21. Khan A.S., Kitsutani P.T., Corneli A.L.: Hantavirus pulmonary syndrome in the Americas: the early years. Semin. Respir. Crit. Care Med., 2000,21/4,313-22. 22. Cvetko L., Markotic A., Plyusnina A. et al.: Puumala virus in Croatia in the 2002 HFRS outbreak. J. Med. Virol., 2005, 77/2,290-4. 23. Centers for Disease Control and Prevention: Update: outbreak of severe acute respiratory syndrome - worldwide 2003. MMWR Morb. Mortal. Wkly. Rep. 52: 241-248. 24. de Jong M.D., Bach V.C., Phan T.Q et al.: Fatal avian influenza A (H5N1) in a child presenting with diarrhea followed by coma. N. Engl. J. Med., 2005, 353:686-691. 25. Marra M.A., Jones S.J.M., Astell C.R. et al.: The genome sequence of the SARS-associated coronavirus. Science 2003; 300: 1399-1404. 26. Ruan Y-J, Wel C.L., Ee L.A. et al.: Comparative full-length genome sequence analysis of 14 SARS coronavirus isolates and common mutations associated with putative origins of infection. Lancet 2003; 361: 1779-1785. 27. World Health Organisation: Acute respiratory syndrome in China - update 3: disease outbreak reported. Geneva:, February 2003. (Accessed April 22, 2003, at http://www.who.int/csr/don/2003_2_20/en). 28. Peiris J.S.M., Chu C.M., Cheng V.C.C. et al.: Clinical progression and viral load in a community outbreak of coronaviruse-associated SARS pneumonia: a prospective study. Lancet 2003; 361: 1767-1772. 29. World Health Organisation. Case definition for surveillance of severe acute respiratory syndrome (SARS). Revised 2003 May 1. Available: www.who.int/csr/sars/casedefinition/en. 30. Liu C-L, Lu Y-T., Peng M-J. et al.: Clinical and laboratory features of severe acute respiratory syndrome vis-a-vis onset of fever. Chest 2004; 126: 509-517. 31. Wong S.Y., Yuen K-Y.: Avian influenza virus infections in human. Chest, 2006, 129/1,156-168. 32. Poutanen S.M., Low D.E., Henry B.: Idnetification of severe acute respiratory syndrome in Canada. NEJM 2003; 348: 1995-2005. 33. Perez D., Sorrell E.M., Donis R.O.: Avian influenza. An omnipresent pandemic treat. Ped. Infect. Dis. J., 2005, 24/11,S208-S216. 34. Slemons R.D., Easterday B.C.: Virus replication in the digestive tract of ducks exposed by aerosol to type A influenza. Avian Dis., 1978, 22: 367-377. 35. The Writing Committee of the World Health Organization (WHO) Consultation on Human Influenza A/H5. Avian influenza A (H5N1) infection in humans. N. Engl. J. Med., 2005, 353:1374-1385. 36. Chotpitayasunondh T., Ungchusak K., Ilanshaoworakul W. et al.: Human disease from influenza A (H5N1), Thailand, 2004. Emerg. Infect.Dis., 2005, 11:201-209. 37. Tran T.I.I., Nguyen T.L., Nguyen T.D. et al.: Avian influenza A (H5N1) in 10 patients in Vietnam. N. Engl. J. Med., 2004,350: 1179-1188. 38. Rota P.A., Oberste M.S., Monroe S.S. et al.: Characterization of a novel coronavirus associated with the severe acute respiratory syndrome. Science 2003; 300: 1394-1399. 39. Spackman E., Senne D.A., Myers T.J. et al.: Development of a real-time reverse transcriptase PCR assay for type A influenza virus and the avian H5 and H7 hemagglutinin subtypes. J. Clin. Microbiol., 2002, 40: 3256-3260. 40. McKimm-Breschkin J., Trivedi T., Hampson A. et al.: Neuraminidase sequence analysis and susceptibilities of influenza virus clinical isolates to zanamivir and oseltamivir. Antimicrob. Agents Chemother., 2003, 47: 2264-2272. 41. Le Q.M., Kiso M., Someya K. et al.: Avian flu: isolation of drug-resistent H5N1 virus. Nature, 2005, 437: 1108. 42. Liem N.T., Lim W.: World Health Organization International Avian Influenza Investigation Team, Vietnam. Lack of H5N1 avian influenza transmission to hospital employers, Hanoi, 2004. Emerg. Infect. Dis., 2005, 11:210-215. 43. Goroux J.N.: Generalites sur l´arme biologique. Med.Arm., 2001, 29/4, 381-93. 44. Mulic R., Ropac D.: Epidemiologic characteristics and military implications of hemorrhagic fever with renal syndrome in Croatia. Croat. Med. J., 2002, 43, 581-6.
