© Borgis - Postępy Fitoterapii 1/2014, s. 10-14
Marta Ziółkowska-Klinkosz, *Anna Kędzia
Aktywność preparatu Listerine wobec bakterii tlenowych
Activity of Listerine against aerobic bacteria
Zakład Mikrobiologii Jamy Ustnej, Katedra Mikrobiologii, Gdański Uniwersytet Medyczny
Kierownik Zakładu: dr hab. Anna Kędzia, prof. nadzw.
Summary
Antiseptic mouthrinses are well known for their antimicrobial effectiveness and are widely used for the treatment and prevention of oral diseases, particularly plaque-related diseases, such gingivitis and periodontitis. The essential oil-containing antiseptic mouthrinse, Listerine, was compounded in 1890. The main compounds responsible for its antimicrobial activity are 0.092% eucalyptol, 0.060% methyl salicylate, 0.042% menthol and 0.064% thymol. The aim of this study was to evaluate the effect of the Listerine on aerobic bacteria isolated from oral cavity and upper respiratory tract. A total 35 strains of aerobes isolated from patients and 5 reference strains were tested. The following genera of bacteria were tested: Staphylococcus (8 strains), Enterococcus (5), Corynebacterium (2), Acinetobacter (2), Citrobacter (2), Enterobacter (2), Escherichia (4), Klebsiella (3), Pseudomonas (5), Proteus (2) and 5 reference strains from genus: Staphylococcus aureus ATCC 25923, Enterococcus faecalis ATCC 29212, Acinetobacter baumannii ATCC 19606, Klebsiella pneumoniae ATCC 13883 and Escherichia coli ATCC 25922. Susceptibility (MIC) was determined by the serial dilution method Listerine Fresh Burst (Johnson & Johnson) in Mueller-Hinton agar. Inoculum containing 105 CFU/spot was seeded with Steers replicator upon the surface of agar with and without Listerine (strains growth control). Incubation the plates was performed for 24 hrs at 37°C in aerobic conditions. The MIC was defined as the lowest concentrations of herbal product that inhibited growth of aerobes. The results indicated that the most susceptible to Listerine was Gram-positive rods from genus of Corynebacterium xerosis (MIC = 100 mg/ml). The most susceptible from Gram-positive cocci were the strains of Staphylococcus aureus (MIC = 200 mg/ml). The strains of Staphylococcus epidermidis and Enterococcus faecalis were less susceptible to Listerine. MIC’s for the cocci were to the concentrations from 200 to ≥ 300 mg/ml.
The Gram-negative rods were less sensitive too. Only strains of Acinetobacter baumannii were sensitive to concentrations 200-300 mg/ml. Remaining tested rods were susceptible to ≥ 300 mg/ml.
The Listerine was more active against Gram-positive strains than Gram-negative rods.
Wstęp
Wśród bakterii flory fizjologicznej jamy ustnej i górnych dróg oddechowych występują różne bakterie tlenowe. Zwykle są one obecne w niskim odsetku i uważane za drobnoustroje oportunistyczne, które w sprzyjających warunkach powodują zakażenia. Należą one do rodzajów Streptococcus, Staphylococcus, Klebsiella, Corynebacterium, Enterococcus, Lactobacillus, Proteus, Pseudomonas, Haemophilus, Neisseria, Escherichia i Micrococcus. Ich obecność stwierdzono w ślinie, kieszonkach przyzębnych, w bakteryjnej płytce tworzącej się na powierzchni szkliwa, w ubytkach próchnicowych i kanałach korzeniowych zębów. Z badań wynika, że bakterie te mogą uczestniczyć w zakażeniach w obrębie jamy ustnej oraz różnych narządów, być przyczyną bakteriemii i posocznicy. Bytujące w jamie ustnej bakterie beztlenowe, mikroaerofilne i tlenowe, tworzące bakteryjną płytkę nad- i poddziąsłową, mogą być czynnikiem etiologicznym stanów zapalnych błony śluzowej jamy ustnej, dziąseł, chorób przyzębia, zakażeń miazgi zębów, próchnicy zębów i halitozy.
Ważna jest codzienna prawidłowa higiena jamy ustnej, która będzie zapobiegać stanom zapalnym i zakażeniom w obrębie jamy ustnej oraz tworzeniu bakteryjnej płytki nazębnej. Szczotkowanie zębów może nie być wystarczające, i w takiej sytuacji należy je uzupełnić płukaniem jamy ustnej środkiem antyseptycznym. Preparat działający przeciwdrobnoustrojowo może oddziaływać korzystnie, dzięki hamowaniu tworzenia bakteryjnej płytki nazębnej, uniemożliwiając przyleganie bakterii do powierzchni błony śluzowej lub szkliwa, działaniu bakteriobójczemu lub bakteriostatycznemu.
Stale poszukuje się nowych związków, które mogą być stosowane jako antyseptyki jamy ustnej, działające przeciwzapalnie i aktywnie wobec różnych drobnoustrojów, szczególnie patogennych dla tkanek przyzębia. Powinny one nie tylko w znacznym stopniu redukować obecną bakteryjną płytkę nazębną, a także uniemożliwiać jej tworzenie. Środki te powinny być skuteczne w niewielkich stężeniach, działać przeciwzapalnie i wykazywać aktywność wobec różnych drobnoustrojów, szczególnie patogennych dla tkanek przyzębia. Do płukania jamy ustnej wykorzystuje się, m.in.: pochodne chlorheksydyny, czwartorzędowe zasady amoniowe, związki uwalniające tlen, jodofory, pochodne fenolu, wyciągi roślinne, olejki eteryczne i niektóre enzymy (1-16).
Do często stosowanych antyseptyków należy Listerine (17-28). Jego skład został ustalony w 1890 r. Preparat zawiera 0,092% eukaliptolu, 0,060% salicylanu metylu, 0,042% mentolu i 0,064% tymolu. Badania kliniczne wykazały, że Listerine redukuje obecną na powierzchni zębów bakteryjną płytkę lub hamuje jej tworzenie (18, 21-24, 28-30). Działa skutecznie w przypadku stanów zapalnych błony śluzowej jamy ustnej i dziąseł (21, 22, 24, 28, 30, 31). Obecne w preparacie pochodne fenolowe wykazują aktywność przeciwbakteryjną. Stwierdzono, że mechanizm działania składników preparatu polega na uszkodzeniu ściany komórkowej, denaturacji białek i wycieku składników komórki na zewnątrz, co prowadzi do jej lizy (29, 32).
Z badań wynika, że zawarty w preparacie Listerine eukaliptol (1,8-cyneol) jest głównym składnikiem olejku eukaliptusowego (zawartość ok. 70%). Wykazuje on działanie przeciwbakteryjne, przeciwpierwotniakowe, przeciwzapalne i przeciwutleniające (33-37). Kolejny składnik – salicylan metylu, jest uzyskiwany z olejku starzęśli rozesłanej Gaultheria procumbens, olejek wintergreen) i wykazuje aktywność przeciwdrobnoustrojową wobec wielu bakterii (38, 39). Tymol jest głównym składnikiem olejku tymiankowego (zawartość ok. 50-80%) i olejków eterycznych wytwarzanych przez różne gatunki roślin z rodziny Lamiaceae. Wykazuje silne działanie przeciwdrobnoustrojowe, obejmując zarówno bakterie, jak i grzyby (40-44). Natomiast mentol jest głównym składnikiem olejku występującego w liściach mięty pieprzowej, a także w innych roślinach z rodziny Lamiaceae. Charakteryzuje się silnym działaniem przeciwdrobnoustrojowym (45-50).
Aktywność przeciwdrobnoustrojowa Listerine została wykazana głównie na podstawie przeprowadzonych badań klinicznych, w których oceniano obniżenie się liczby niektórych bakterii lub grzybów obecnych w bakteryjnej płytce nazębnej. Nieliczne badania przeprowadzone in vitro, wskazują na działanie tego preparatu na wybrane drobnoustroje, jednak rzadko na drobnoustroje pochodzące z jamy ustnej, czy dróg oddechowych.
Cel pracy
Celem badań było oznaczenie wrażliwości na Listerine bakterii tlenowych wyizolowanych z zakażeń w obrębie jamy ustnej i górnych dróg oddechowych.
Materiały i metody
Bakterie tlenowe zostały wyizolowane z materiałów pobranych od pacjentów z różnymi zakażeniami jamy ustnej i górnych dróg oddechowych. Ocenie wrażliwości poddano 35 szczepów bakterii wyhodowanych od pacjentów, w tym Staphylococcus (8 szczepów), Enterococcus (5), Corynebacterium (2), Acinetobacter (2), Citrobacter (2), Enterobacter (2), Escherichia (4), Klebsiella (3), Pseudomonas (5) i Proteus (2) oraz 5 szczepów wzorcowych z gatunków: Staphylococcus aureus ATCC 25923, Enterococcus faecalis ATCC 29212, Acinetobacter baumannii ATCC 19606, Klebsiella pneumoniae ATCC 13883 i Escherichia coli ATCC 25922.
Powyżej zamieściliśmy fragment artykułu, do którego możesz uzyskać pełny dostęp.
Mam kod dostępu
- Aby uzyskać płatny dostęp do pełnej treści powyższego artykułu albo wszystkich artykułów (w zależności od wybranej opcji), należy wprowadzić kod.
- Wprowadzając kod, akceptują Państwo treść Regulaminu oraz potwierdzają zapoznanie się z nim.
- Aby kupić kod proszę skorzystać z jednej z poniższych opcji.
Opcja #1
29 zł
Wybieram
- dostęp do tego artykułu
- dostęp na 7 dni
uzyskany kod musi być wprowadzony na stronie artykułu, do którego został wykupiony
Opcja #2
69 zł
Wybieram
- dostęp do tego i pozostałych ponad 7000 artykułów
- dostęp na 30 dni
- najpopularniejsza opcja
Opcja #3
129 zł
Wybieram
- dostęp do tego i pozostałych ponad 7000 artykułów
- dostęp na 90 dni
- oszczędzasz 78 zł
Piśmiennictwo
1. Mc Bain AJ, Bartolo RG, Catrewick CE i wsp. Effect of a chlorhexidine gluconate containing mouthwash on the vitality and antimicrobial susceptibility of in vitro bacterial ecosystems. Appl Environm Microbiol 2003; 69(8):4770-6. 2. Gomez BPFA, Ferraz CCR, Vianna ME i wsp. In vitro antimicrobial activity of several concentrations of sodium hypochlorite and chlorhexidine gluconate in the elimination of Enterococcus faecalis. Int Endodont J 2001; 34:424-8. 3. Malicka B, Ziętek M, Grzebieluch W. Zastosowanie chlorheksydyny w stomatologii. Dent Med Probl 2005; 42(3):497-505. 4. Lofti M, Vosonghhosseini S, Ranjkesh B i wsp. Antimicrobial efficacy of nanosilver, sodium hypochlorite and chlorhexidine gluconate against Enterococcus faecalis. Afr J Biotechn 2011; 10(35):6799-803. 5. Haffajee AD, Yaskell T, Socransky SS. Antimicrobial effectiveness of an herbal mouthrinse compared with an essential oil and chlorhexidine mouthrinse. J Am Dent Assoc 2008; 139:606-11. 6. Kim DS, Kim J, Choi KK i wsp. The influence of chlorhexidine on the remineralization of demineralized dentine. J Dent 2011; 39:855-62. 7. Aneja KR, Joshi R, Sharma C. The antimicrobial potential of ten often used mouthwashes against four dental caries pathogens. Jundishapur J Microbiol 2010; 3(1):15-27. 8. Otten MPT, Busscher HJ, van der Mei HC i wsp. Retention of antimicrobial activity in plaque and saliva following mouthrinse use in vivo. Caries Res 2010; 44:459-64.
9. Marsh PD. Microbiological aspect of the chemical control of plaque and gingivitis. J Dent Res 1992; 71:1431-8. 10. Gunsolley JC. A meta-analysis of six-month studies of antiplaque and antigingivitis agents. J Am Dent Assoc 2006; 137(12):1649-57. 11. Konopka T. Triklosan z kopolimerem w kontroli płytki poddziąsłowej i zapalenia przyzębia. Czas Stomatol 2008; 61(3):203-11.
12. Chomyszyn-Gajewska. Triklosan/kopolimer a zdrowie jamy ustnej. Czas Stomatol 2008; 61(3):171-9. 13. Akande OO, Alada ARA, Aderinokun GA i wsp. Efficacy of different brands of mouth rinses on oral bacterial load count in healthy adults. Afric J Biomed Res 2004; 7:125-8. 14. Rawlinson A, Pollington S, Walsh TF i wsp. Efficacy of two alcohol-free cetylpyridinium chloride mouthwashes – a randomized double-blinding crossover study. J Clin Periodontol 2008; 35:230-5. 15. Riep BG, Bernimoulin JP, Barnett ML. Comparative antiplaque effectiveness of an essential oil and an amine fluoride/ stannous fluoride mouthrinse. J Clin Periodontol 1999; 26:164-8. 16. Teles RP, Teles FRF. Antimicrobial agents used in the control of periodontal biofilms: effective adjuncts to mechanical plaque control? Braz Oral Res 2009; 23(Spec Iss. 1):39-48. 17. Okuda K, Adachi M, Iijima K. The efficacy of antimicrobial mouth rinses in oral health care. Bull Tokyo Dent Coll 1998; 39(1):7-14. 18. Skiba M, Kusa-Podkańska M, Wysokińska- Miszczuk C. Preparat Listerine w codziennej profilaktyce chorób tkanek przyzębia – wstępne badania kliniczne. Mag Stomatol 2005; (7-8):16-9. 19. Fine DH, Furgang D, Sinatra K i wsp. In vivo antimicrobial effectiveness of an essential oil-containing mouth rinse 12 h after a single use of 14 days’ use. J Periodontol 2005; 35:335-40. 20. Konopka T, Kozłowski Z, Karolewska E. Clinical evaluation of Listerine in full-mouth disinfection. Dent Forum 2006; 1(34):15-20. 21. Sharma N, Charles CH, Lynch MC i wsp. Adjunctive benefit of an essential oil-containing mouthrinse in reducing plaque and gingivitis in patients who brush and floss regularly. A six month study. J Am Dent Assoc 2004; 135:496-504. 22. Charles CH, Sharma NC, Galustians HJ i wsp. Comparative efficacy of an antiseptic mouthrinse and an antiplaque, antigingivitis dentifrice. A six month trial. J Am Dent Assoc 2001; 132:670-75. 23. Pitten FA, Splieth C, Kramer A. Prophylactic and therapeutic application of antimicrobial agents in the oral cavity. Pharmazie 2000; 55(9):635-9. 24. Ross NM, Nankodi SM, Mostler KL i wsp. Effect of rinsing time on antiplaque-antigingivitis efficacy of Listerine. J Clin Periodontol 1993; 20(4):279-81. 25. Da Silva NB, Aleksandia AK, De Lima AL i wsp. In vitro antimicrobial activity of mouth washes and herbal products against dental biofilm-forming bacteria. Contemp Clin Dent 2012; 3(3):302-5. 26. Seymour R. Additional properties and uses of essential oils. J Clin Periodontol 2003; 30(Suppl. 5):19-21. 27. Netuschil L, Weiger R, Preisler R i wsp. Plaque bacteria counts and vitality during chlorhexidine, meridol and listerine mouthrinses. Eur J Oral Sci 1995; 103(6):355-61. 28. Wu CD, Savitt ED. Evaluation of the safety and efficacy over- the -counter oral hygiene products for the reduction and control of plaque and gingivitis. Periodontol 2002; 28:91-105. 29. Walker CB. Microbiological effects of mouthrinses containing antimicrobials. J Clin Periodontol 1988; 15(8):499-505. 30. Barnett ML. The role of therapeutic antimicrobial mouthrinses in clinical practice. Control of supragingival plaque and gingivitis. J Am Dent Assoc 2003; 134:699-703. 31. Sekino S, Ramberg P. The effect of a mouth rinse containing phenolic compounds on plaque formation and developing gingivitis. J Clin Periodontol 2005; 32:1083-7. 32. Fine DH, Furgang D, Lieb R i wsp. Effect of sub-lethal exposure to an antiseptic mouthrinse on representative plaque bacteria. J Clin Periodontol 1996; 23:444-51. 33. Ben Marzoug HN, Bouajila J, Eunajar M i wsp. Eucalyptus (gracilis, oleosa, salubris , and salmonophloia) essential oils: their chemical composition and antioxidant and antimicrobial activities. J Med Food 2010; 13(4):1005-12. 34. Henry ER, Worthington T, Conway BR i wsp. Antimicrobial efficacy of eucalyptus oil and 1,8-cineole alone and in combination with chlorhexidine digluconate against microorganisms grown in planktonic and biofilm cultures. J Antimicrobial Chemother 2009; 64:1219-25. 35. Firatli E, Unal T, Onan U i wsp. Antioxidative activities of some chemotherapeutics. A possible mechanism in reducing gingival inflammation. J Clin Periodontol 1994; 21:680-83.
36. Karlovic Z, Anic J, Miletic J i wsp. Antibacterial activity of halothane, eucalyptol and orange oil. Acta Stomat Croat 2000; 34(3):307-9. 37. Bosnic T, Softic D, Grujic-Vasic J. Antimicrobial activity of some essential oils. Acta Med Acad 2006; 35:19-22. 38. Le Grant F, George G, Akoka S. Natural abundance ZH-ERETCNMR authentication of the origin of methyl salicylate. J Agric Food Chem 2005; 53(13):5125-9. 39. Nikolic M, Markovic T, Mojovic M i wsp. Chemical composition and biological activity of Gaultheria procumbens L. essential oil. Ind Crops Prod 2013; 49(13):561-7. 40. Manthela CS, Singh KK, Gupta VK. Synthesis and in vitro antibacterial activity of thymol and carvacrol derivatives. Acta Pol Pharm – Drug Res. 2010; 67(4):375-80. 41. Burt SA, Vlielander R, Haagsman HP i wsp. Increase in activity of essential oil compounds carvacrol and thymol against Escherichia coli 0157:H7 by addition of food stabilizers. J Food Protect 2005; 68(5):919-26. 42. Sokovic M, Glamoclija J, Marin PD i wsp. Antibacterial effects of the essential oils of commonly consumed medicinal herbs using an in vitro model. Molecules 2010; 15:7532-46. 43. Nostro A, Roccaro AS, Bisignano G i wsp. Effect of oregano, carvacrol and thymol on Staphylococcus aureus and Staphylococcus epidermidis biofilms. J Med Microbiol 2007; 56:519-23. 44. Shapiro S, Meier A, Guggenheim B. The antimicrobial activity of essential oils and essential oil components towards oral bacteria. Oral Microbiol J 1994; (9):202-8. 45. Al-Bazaz FA, Al-Casey M. Effects of method crystal aqueous extracts on salivary streptococci and mutans streptococci in comparison to chlorhexidine gluconate (in vivo study). J Bagh Coll Dentistry 2011; 23(2):119-23. 46. Afra Ben A, Combes S, Preziosi-Belloy L i wsp. Antimicrobial activity of carvacrol related to its chemical structure. Lett Appl Microbiol 2006; 43:149-54. 47. Kazemi M, Rostami H, Shafiei S. Antibacterial and antifungal activity of some medical plants from Iran. J Plant Sci 2012; 7(2):55-66. 48. Filoche SK, Sissons SK. Antimicrobial effects of essential oils in combination with chlorhexidine digluconate. Oral Microbiol Immunol 2005; 20:221-5. 49. Morris JA, Khettry A, Seitz EW. Antimicrobial activity of aroma chemicals and essential oils. J Am Oil Chem Soc 1975; 56:595-603. 50. National Committee for Clinical Laboratory Standards/NCCLS: Methods for dilution antimicrobial susceptibility testing for bacteria that grow aerobically. Approved standards 7th ed. CLSI document M7-A7. Wayne. PA. CLSI. 2006.
