© Borgis - Postępy Fitoterapii 1/2015, s. 37-44
*Izabela Biskup, Anna Mizerska, Izabela Fecka
Alkilofenole pochodzenia naturalnego – właściwości i perspektywy wykorzystania ich w lecznictwie
Alkylphenols of natural origin – properties and prospects for their use in pharmacy
Katedra i Zakład Farmakognozji, Wydział Farmaceutyczny z Oddziałem Analityki Medycznej, Uniwersytet Medyczny we Wrocławiu
Kierownik Katedry i Zakładu: dr hab. Zbigniew Sroka
Summary
Plants and compounds isolated from them play a significant role in human health. More and more people rely on medicines and healthcare products of natural origin. Alkylphenols is a massive group of biological active compounds. Their structure, pharmacological activity and metabolism have been intensively studied by many researchers. There are derivatives of simple phenols and phenolic acids with n-alkyl or n-alkenyl side chains long up to 29 carbon atoms within this group. Authors focus on plant alkylresorcinols (AR) which seems to be the most prospectus subgroup of alkylphenols. AR homologues are mainly found in the outer parts of cereals but the variation in content is big within and between plant species. AR are absorbed and transported in lipoprotein fractions and in erythrocyte membranes. They can also be distributed and stored in tissues, e.g. adipose tissue. Due to their biological activity such as antibacterial, anthelmintic, cytostatic and ability to incorporate into biological membranes, they constitute a great possibility of use in prevention and therapy.
Naturalne alkilofenole są metabolitami wtórnymi, przeważnie pochodzenia roślinnego, wywodzącymi się biogenetycznie ze szlaku poliketydowego (poliacetylowego). Ze względu na swoistą budowę i właściwości fizyko-chemiczne, zalicza się je do lipidów z grupy poliketydów. Związki te mają w swojej strukturze fragment hydrofilowy, będący mono-, di- lub trifenolem, do którego przyłączony jest hydrofobowy łańcuch boczny – n-alkilowy lub n-alkenylowy (ryc. 1). Przykładami pierwszych wykrytych alkilofenoli mogą być kardanole i kardole, należące do pochodnych fenolu i rezorcynolu, wydzielone z owoców miłorzębu japońskiego (Ginkgo biloba L., Ginkgoaceae) i pieprzu różowego (Schinus terebinthifolius Raddi., Anacardiaceae) (1-2). Kolejnymi przedstawicielami są alkilorezorcynole występujące m.in. w ziarniakach różnych odmian pszenicy i żyta oraz urusziole będące pochodnymi pirokatecholu. Urusziole zostały wyizolowane z trujących gatunków z rodzaju Toxicodendron, tj. Toxicodendron vernix (L.) Kuntze, T. radicans (L.) Kuntze i T. quercifolium (Michx.) Greene. Przypisuje się im właściwości alergizujące; wywołują alergie kontaktowe (3). Najprostszym alkilorezorcynolem jest orcynol – 5-metylorezorcynol, który oznaczono w gatunkach z rodziny wrzosowatych (Ericaceae), m.in. jako β-D-glukozyd w liściach wrzośca drzewiastego (Erica arborea L.), a także w krzewach i małych drzewach z rodzajów Pieris, Phyllodoce i Rhododendron (4). Orcynol (syn. orcyna) znalazł zastosowanie w chemii jako odczynnik w niektórych testach, np. do wykrywania pentoz (test Biala). Wykorzystuje się go także przy produkcji czerwonego barwnika orseiny (5).
Ryc. 1. Podstawowe struktury alkilofenoli i alkilofenolokwasów.
Produkty zbożowe stanowią podstawę żywienia człowieka, dlatego wiele uwagi w ostatnich latach poświęcono alkilorezorcynolom (AR). AR są długołańcuchowymi homologami orcynolu, które w pozycji 5 pierścienia aromatycznego mają nieparzystowęglowy łańcuch alkilowy (R) zawierający od 5 do 29 atomów węgla (ryc. 1). Łańcuch ten może być nasycony lub nienasycony (może zawierać od 1 do 3 wiązań podwójnych), a także zawierać dodatkowe grupy tlenowe. Jego długość jest cechą charakterystyczną, a wiązania podwójne najczęściej ulokowane są przy węglu 8-, 11- i 14-cis (6-7). Długość łańcucha i liczbę wiązań nienasyconych AR i innych alkilofenoli najczęściej opisuje się schematycznie, podobnie jak w przypadku kwasów tłuszczowych, np. homolog o 17 atomach węgla i dwóch wiązaniach nienasyconych to C17:2 (7).
Wśród alkilofenoli wymieniane są także związki mające w pierścieniu benzenowym dodatkowe ugrupowania funkcyjne, np. grupę karboksylową (alkilofenolokwasy). Pochodnymi kwasu salicylowego są składniki aktywne Balsamum Anacardii (syn. Cardolum vesicans), znane pod wspólną nazwą kwasów anakardowych, wydzielone z owoców właściwych nanercza zachodniego (Anacardium occidentalae L., Anacardiaceae). Kwasy anakardowe stanowią mieszaninę homologów, o nasyconym bądź nienasyconym łańcuchu bocznym zawierającym od 15 do 17 atomów węgla (8) (ryc. 1).
Z uwagi na liczne, choć nie w pełni jeszcze poznane właściwości alkilofenoli oraz ich występowanie w łatwo dostępnych surowcach roślinnych, m.in. w otrębach zbożowych, stanowią one interesujący przedmiot badań. Dokładne poznanie natury chemicznej i wynikających z niej właściwości fizyko-chemicznych oraz funkcji biologicznych alkilofenoli, może w przyszłości zaowocować ich wykorzystywaniem jako substancji leczniczych, prozdrowotnych, czy kosmetycznych. Istotne wydaje się szczególnie prowadzenie dalszych badań z udziałem alkilorezorcynoli ziarniaków zbóż, ponieważ ich codzienne spożywanie może skutkować wymiernymi korzyściami zdrowotnymi (9).
Występowanie alkilofenoli
Struktury o budowie alkilofenolowej wykryto w roślinach wyższych, glonach, grzybach, u bakterii i zwierząt (tab. 1) (7, 10, 11). Największe jednak znaczenie dla zdrowia człowieka mają alkilorezorcynole występujące w gatunkach roślin zbożowych, z rodzajów: Hordeum, Oryza, Secale, Sorghum, Triticum i Triticale (Poaceae).
Tabela 1. Występowanie alkilofenoli (7, 10, 11).
| Takson | Rodzina |
| Rośliny | Anacardiaceae, Ginkgoaceae, Proteaceae, Myrsinaceae, Primulaceae, Myristicaceae, Iridaceae, Araceae, Asteraceae, Fabaceae, Cannabaceae, Poaceae, Cyperaceae, Proteaceae, Botryococcaceae |
| Grzyby | Meruliaceae, Corticiaceae, Ophistomataceae, Streptomycetaceae, Pleosporeceae, Lobariaceae, Sphaerophoraceae |
| Bakterie | Mycobacteriaceae, Pseudomonadaceae, Azotobacteraceae |
| Zwierzęta | Haliclonidae = Chalinidae (gąbka) |
Alkilorezorcynole zbóż zlokalizowane są głównie w zewnętrznych częściach ziarniaków (12, 13), dlatego też otręby i produkty z pełnego ziarna zawierają ich znacznie więcej niż produkty rafinowane, np. mąka typu jasnego. Największe ilości AR wykryto w warstwie aleuronowej i położonej nad nią okrywie nasiennej (tab. 2). Alkilowe pochodne rezorcynolu obecne są również w wosku napowierzchniowym (ok. 3% składników wosku) (14). W bielmie są praktycznie nieobecne, natomiast zarodek zawiera jedynie nieznaczne ich ilości. Występują również w korzeniach, np. sorgo cukrowego (Sorghum bicolor (L.) Moench) (15), w kiełkach ryżu siewnego (Oryza sativa L.) (16), żyta zwyczajnego (Secale cereale L.) (6), pszenicy zwyczajnej (Triticum aestivum L.) i kukurydzy zwyczajnej (Zea mays L.) (17) oraz w liściach tych gatunków, a dokładnie w kutikuli chroniącej roślinę przed czynnikami środowiskowymi (14).
Tabela 2. Zawartość alkilorezorcynoli w warstwach ziarniaków żyta zwyczajnego (12).
| Frakcja przemiału | Zawartość poszczególnych homologów (%) | Zawartość AR (mg/100 g) |
| C17:0 | C19:0 | C21:0 | C23:0 | C25:0 |
| Całe ziarno | 21 | 30 | 26 | 11 | 12 | 55,9 |
| Warstwa okrywowa | 18 | 26 | 24 | 15 | 17 | 95,8 |
| Warstwa aleuronowa | 21 | 29 | 26 | 11 | 13 | 217,4 |
| Zarodek | 16 | 29 | 33 | 12 | 11 | 3,5 |
Występowanie homologów i ich zawartość jest charakterystyczna dla danego rodzaju rośliny, np. w życie zwyczajnym występują nasycone i nienasycone homologi o długości łańcucha od C15 do C27 z przewagą homologu C19:0 (9, 12, 18), podczas gdy w pszenicy zwyczajnej, twardej, orkiszu i płaskurce dominuje homolog C21:0 (9). Homologom nasyconym towarzyszą najczęściej pochodne nienasycone, jednak ich zawartość jest znacząco niższa. Może również dochodzić do modyfikacji łańcucha bocznego, która polega na wprowadzeniu grupy ketonowej czy hydroksylowej (7).
Do oznaczenia zawartości alkilofenoli wykorzystuje się metody spektrofotometryczne (19-21), fluorymetryczną (22), chromatografii gazowej (9, 12, 20) oraz chromatografii cieczowej (21, 23- 24). Wyjątkowo przydatne w identyfikacji poszczególnych homologów są chromatografy sprzężone z detektorem mas (GC-MS, LC-MS) (18, 19, 23, 24). W tabeli 3 zestawiono zawartość AR w wybranych gatunkach zbóż oznaczoną różnymi metodami.
Tabela 3. Zawartość alkilorezorcynoli w wybranych zbożach (ziarno-otręby).
| Gatunek zboża | Zawartość AR (mg/100 g) | Piśmiennictwo |
| Żyto zwyczajne (Secale cereale L.) | 56,8-410,8 | 12, 20, 23 |
| Pszenica zwyczajna (Triticum aestivum L.) | 22,7-318,6 | 9, 21, 23 |
| Pszenica orkisz (Triticum spelta L.) | 49,0-74,1 | 20 |
| Pszenica samopsza (Triticum monococcum L.) | 54,5-65,4 | 20 |
| Pszenica płaskurka (Triticum dicoccum Schrank) | 53,1-71,4 | 20 |
| Pszenica twarda (Triticum durum Desf.) | 0,54-75,1 | 20, 9 |
| Jęczmień zwyczajny (Hordeum vulgare L.) | <21,0 | 9,19 |
Właściwości fizyko-chemiczne alkilofenoli
Naturalne alkilofenole wykazują charakter amfifilowy i z uwagi na obecność długiego łańcucha alifatycznego są nierozpuszczalne lub słabo rozpuszczalne w wodzie. Dobrze rozpuszczają się natomiast w rozpuszczalnikach organicznych, np. w acetonie, metanolu, octanie etylu, chloroformie, n-heksanie. Nikłą rozpuszczalność w wodzie potwierdza wysoka wartość współczynnika podziału w środowisku oktanol/woda (log Po/w) na poziomie powyżej 7 (dla homologów C15:0, C17:0 i C19:0). W środowisku wodnym 3-n-alkilofenole i 5-n-alkilorezorcynole tworzą bardzo stabilne monomolekularne warstwy na granicy faz woda-powietrze. Fragmentem polarnym (hydrofilowym) cząsteczki tych związków ustawiają się prostopadle do fazy wodnej, a powierzchnia, którą zajmują, zależy m.in. od długości i nasycenia łańcucha bocznego. Przy tym samym ciśnieniu powierzchniowym, obszar ten zwiększa się wraz z długością łańcucha alifatycznego oraz stopniem nienasycenia. Wpływ na niego ma również temperatura (25-26). Wartości współczynnika HLB (hydrophilic-lipophilic balance) wyznaczone dla homologów nasyconych i jednonienasyconych alkilorezorcynoli, wynoszą odpowiednio ok. 4 i 5, można je zatem zaliczyć do emulgatorów typu W/O. AR wykazują bardzo niskie wartości krytycznego stężenia micelizacji CMC (critical micelle concentration), przy czym wartość ta rośnie wraz ze wzrostem pH środowiska (7).
Powyżej zamieściliśmy fragment artykułu, do którego możesz uzyskać pełny dostęp.
Mam kod dostępu
- Aby uzyskać płatny dostęp do pełnej treści powyższego artykułu albo wszystkich artykułów (w zależności od wybranej opcji), należy wprowadzić kod.
- Wprowadzając kod, akceptują Państwo treść Regulaminu oraz potwierdzają zapoznanie się z nim.
- Aby kupić kod proszę skorzystać z jednej z poniższych opcji.
Opcja #1
29 zł
Wybieram
- dostęp do tego artykułu
- dostęp na 7 dni
uzyskany kod musi być wprowadzony na stronie artykułu, do którego został wykupiony
Opcja #2
69 zł
Wybieram
- dostęp do tego i pozostałych ponad 7000 artykułów
- dostęp na 30 dni
- najpopularniejsza opcja
Opcja #3
129 zł
Wybieram
- dostęp do tego i pozostałych ponad 7000 artykułów
- dostęp na 90 dni
- oszczędzasz 78 zł
Piśmiennictwo
1. Skopp G, Opferkuch HJ, Schwenker G. n-Alkylphenole aus Schinus terebinthifolius Raddi (Anacardiaceae). Z Naturforsch 1987; 42c:7-16. 2. Anderson HH, David NA, Leake CD. Oral toxicity of certain alkylresorcinols in guinea pigs and rabbits. Proc Soc Exp Biol Med 1931; 28:609-12. 3. Barceloux DG. Medical toxicology of natural substances, foods, fungi, medicinal herbs, plants, and venomous animals. Published by John Wiley & Sons, Inc., Hoboken, New Jersey Published simultaneously in Canada 2008; 679-83. 4. Harborne JB, Williams CA. The identification of orcinol in higher plants in the family Ericaceae. Phytochem 1969; 8(11):2223-6. 5. Beecken H, Gottschalk EM, Gizycki UV i wsp. Orcein and litmus. Biotech Histochem 2003; 78(6):289-302. 6. Deszcz L, Kozubek A. Higher cardol homologs (5-n-alkylresorcinols) in rye seedlings. BBA-Mol Cell Biol L 2000; 1483(2):241-50. 7. Kozubek A, Tyman JHP. Resorcinolic lipids, the natural non-isoprenoid phenolic amphiphiles and their biological activity. Chem Rev 1999; 99:1-25. 8. Tyman JHP. Non-isoprenoid long chain phenols. Chem Soc Rev 1979; 8:499-537. 9. Ross AB, Shepherd MJ, Schupphaus M i wsp. Alkylresorcinols in cereals and cereal products. J Agric Food Chem 2003; 51(14):4111-8. 10. Taura F, Sirikantaramas S, Shoyama Y i wsp. Phytocannabinoids in Cannabis sativa: recent studies on biosynthetic enzymes. Chem Biodiv 2007; 4:1649-63. 11. Avsejs LA, Nott CJ, Xie i wsp. 5-n-Alkylresorcinols as biomarkers of sedges in an ombrotrophic peat section. Org Geochem 2002; 33(7):861-7. 12. Ross AB, Kamal-Eldin A, Jung C i wsp. Gas chromatographic analysis of alkylresorcinols in rye (Secale cereale L.) grains. J Sci Food Agric 2001; 81(14):1405-11. 13. Tluscik F. Localization of the alkylresorcinols in rye and wheat caryopses. Acta Soc Bot Pol 1978; 47(3):211-8. 14. Ji XF, Jetter R. Very long chain alkylresorcinols accumulate in the intracuticular wax of rye (Secale cereale L.) leaves near the tissue surface. Phytochem 2008; 69:1197-207. 15. Cook D, Rimando AM, Clemente TE i wsp. Alkylresorcinol synthases expressed in Sorghum Bicolor root hairs play an essential role in the biosynthesis of the allelopathic benzoquinone sorgoleone. Plant Cell 2010; 22:867-87. 16. Suzuki Y, Esumi Y, Hyakutake H i wsp. Isolation of 5-(8?Z-heptadecenyl)-resorcinol from etiolated rice seedlings as an antifungal agent. Phytochem 1996; 41(6):1485-9. 17. Suzuki Y, Yamaguchi I. Antimicrobial agents (phytoanticipins) in Gramineae crops, produced specifically during seedling stage. Nippon Noyaku Gakkaishi 1998; 23:316-21. 18. Knödler M, Kaiser A i wsp. Profiling of alk(en)ylresorcinols in cereals by HPLC-DAD-APcI-MSn. Anal Bioanal Chem 2008; 391(1):221-8. 19. Zarnowski R, Suzuki Y, Yamaguchi I i wsp. Alkylresorcinols in barley (Hordeum vulgare L. distichon) grains. Z Naturforsch C 2002; 57(1-2):57-62. 20. Andersson AAM, Kamal-Eldin A, Fras A i wsp. Alkylresorcinols in wheat varieties in the healthgrain diversity screen. J Agric Food Chem 2008; 56(21):9722-5. 21. Kulawinek M, Jaromin A, Kozubek A i wsp. Alkylresorcinols in selected polish rye and wheat cereals and whole-grain cereal products. J Agric Food Chem 2008; 56(16):7236-42. 22. Hengtrakul P, Lorenz K, Mathias M. Alkylresorcinols in United States and Canadian wheats and flours. Cereal Chem 1990; 67(5): 413-17. 23. Ross AB, Kochhar S. Rapid and sensitive analysis of alkylresorcinols from cereal grains and products using HPLC coularray- based electrochemical detection. J Agric Food Chem 2009; 57(12):5187-93. 24. Linko AM, Parikka K, Wahala K i wsp. Gas chromatographic-mass spectrometric method for the determination of alkylresorcinols in human plasma. Anal Biochem 2002; 308:307-13. 25. Kozubek, A. Detergent-like effect of phenolic lipids on biological membranes. Acta Univ Wratisl 1989; 868:27-32. 26. Kato T, Seki K, Kaneko R. Insoluble monolayers of irisresorcinol at the air/water interface. Colloid Polym Sci 1990; 268:934-7. 27. Kozubek A, Nienartowicz B. Cereal grain resorcinolic lipids inhibit H2O2-induced peroxidation of biological membranes. Acta Biochim Polon 1995; 42:309-16. 28. Suresh M, Raj RK. Cardol: the antifilarial principle from Anacardium occidentale. Curr Sci 1990; 59:477-9. 29. Muszyński J. Farmakognozja. PZWL, Warszawa 1957; 651. 30. Himejima M, Kubo I. Antibacterial agents from the cashew Anacardium occidentale (Anacardiaceae) nut shell oil. J Agric Food Chem 1991; 39:418-21. 31. Castillo-Juárez I, Rivero-Cruz F, Celis H. Anti-Helicobacter pylori activity of anacardic acids from Amphipterygium adstringens. J Ethnopharmacol 2007; 114(1):72-7. 32. Huang PH, Chen WS, Hu Y. Studies on antituberculosis constituents from Ardisia japonica. Yao Hsueh T’ung Pao 1980;15:39. 33. Reiss J. Influence of alkylresorcinols from rye and related compounds on the growth of food-borne moulds. Cereal Chem 1989; 66:491-3. 34. Garcia S, Garcia C, Heinzen H i wsp. Chemical basis of the resistance of barley seeds to pathogenic fungi. Phytochem 1997; 44:415-8. 35. Kubo I, Komatsu S, Ochi M. Molluscicides from the cashew Anacardium occidentale and their large-scale isolation. J Agric Food Chem 1986; 34:970-3. 36. Struski DGJ, Kozubek A. Cereal grain alk(en)ylresorcinols protect lipids against ferrous ions-induced peroxidation. Z Naturforsch 1992; 47c:47-50. 37. Nienartowicz B, Kozubek A. Antioxidant activity of cereal bran resorcinolic lipids. Pol J Food Nutr Sci 1993; 2:51-60. 38. Kamal-Eldin A, Pour A, Eliasson C i wsp. Alkylresorcinols as antioxidants: hydrogen donation and peroxyl radical-scavenging effects. J Sci Food Agric 2001; 81(3):353-6. 39. Parikka K, Rowland IR, Welch RW i wsp. In vitro antioxidant activity and antigenotoxicity of 5-n-alkylresorcinols. J Agric Food Chem 2006; 54(5):1646-50. 40. Gąsiorowski K, Brokos B. DNA repair of hydrogen peroxide-induced genotoxic damage in human lymphocytes in the presence of four antimutagenic compounds. The study with alkaline single cell gel electrophoresis (comet assay). Cell Mol Biol Lett 2001; 6:897-911. 41. Gąsiorowski K, Brokos B, Kulma A i wsp. Impact of four antimutagens on apoptosis in genotoxically damaged lymphocytes in vitro. Cell Mol Biol Lett 2001; 6:649-75. 42. Kubo I, Ochi M, Vieira PC i wsp. Antitumor agents from the cashew (Anacardium occidentale) apple juice. J Agric Food Chem 1993, 41:1012-5. 43. Zhu Y, Conklin DR, Chen H i wsp. 5-Alk(en)ylresorcinols as the major active components in wheat bran inhibit human colon cancer cell growth. Bioorg Med Chem 2011; 19(13):3973-82. 44. Sang S, Ju J, Lambert JD i wsp. Wheat bran oil and its fractions inhibit human colon cancer cel growth and intestinal tumorigenesis in Apcmin/+ mice. J Agric Food Chem 2006; 54(26):9792-7. 45. Liu L, Winter KM, Stevenson L i wsp. Wheat bran lipophilic compounds with in vitro anticancer effects. Food Chem 2012; 130(1):156-64. 46. Chen L-P, Zhao F, Wang Y i wsp. Antitumor effect of resorcinol derivatives from the roots of Ardisia brevicaulis by inducing apoptosis. J Asian Nat Prod Res 2011; 13(8):734-43. 47. Ross AB, Kamal-Eldin A, Lundin E i wsp. Cereal alkylresorcinols are absorbed by humans. J Nutr 2003; 133:2222-4. 48. Linko AM, Ross AB, Kamal-Eldin A i wsp. Kinetics of the appearance of cereal alkylresorcinols in pig plasma. Br J Nutr 2006; 95:282-7. 49. Stasiuk M, Kozubek A. Biological activity of phenolic lipids. Cell Mol Life Sci 2010; 67:841-60. 50. Linko-Parvinen AM, Landberg R, Tikkarren MJ i wsp. Alkylresorcinols from whole-grain wheat and rye are transported in human plasma lipoproteins. J Nutr 2007; 137(5):1137-42. 51. Landberg R, Linko AM, Kamal-Eldin A i wsp. Human plasma kinetics and relative bioavailability of alkylresorcinols after intake of rye bran. J Nutr 2006; 136(11):2760-5. 52. Kulawinek M, Kozubek A. 5-n-Alkilo-rezorcynole ziaren zbóż i pełnoziarnistych produktów spożywczych jako biomarkery zdrowej żywności. Post Bioch 2007; 53(3):287-95. 53. Sontag TJ, Parker RS. Cytochrome P450 ω-hydroxylase pathway of tocopherol catabolism. J Biol Chem 2002; 277(28):25290-6. 54. Birringer M, Drogan D, Brigelius-Flohe R. Tocopherols are metabolized in HepG2 cells by side chain (omega)-oxidation and consecutive (beta)-oxidation. Free Radical Biol Med 2001; 31(2):226-32. 55. Ross AB, Aman P, Kamal-Eldin A. Identification of cereal alkylresorcinol metabolites in human urine – potential biomarkers of wholegrain wheat and rye intake. J Chromatogr B 2004; 809:125-30. 56. Ross AB, Kamal-Eldin A, Aman P. Dietary alkylresorcinols: absorption, bioactivities, and possible use as biomarkers of whole-grain wheat- and rye rich foods. Nutr Rev 2004; 62(3):81-95. 57. Jiang Q, Freiser H, Wood KV i wsp. Identification and quantitation of novel vitamin E metabolites, sulfated long-chain carboxychromanols, in human A549 cells and in rats. J Lipid Res 2007; 48(5):1221-30. 58. Marklund M. Alkylresorcinol metabolites. Candidate biomarkers for whole grain wheat and rye intake. Doctoral Thesis. Swedish Univ Agricult Sci Uppsala 2012; 21-22. 59. Soderholm PP, Koskela AH, Lundin JE i wsp. Plasma pharmacokinetics of alkylresorcinol metabolites: new candidate biomarkers for whole-grain rye and wheat intake. Am J Clin Nutr 2009; 90(5):1167-71. 60. Griffiths LA, Smith GE. Metabolism of myricetin and related compounds in rat metabolite formation in-vivo and by intestinal microflora in-vitro. Biochem J 1972; 130(1):141-51. 61. Ross AB, Shepherd MJ, Bach-Kundsen KE. Absorption of dietary alkylresorcinols in ileal cannulated pigs and rats. Br J Nutr 2003; 90:787-94. 62. Koskela A, Linko-Parvinen AM, Hiisivuori P i wsp. Quantification of alkylresorcinol metabolites in urine by HPLC with coulometric electrode array detection. Clin Chem 2007; 53(7):1380-3. 63. Linko AM, Adlercreutz H. Whole-grain rye and wheat alkylresorcinols are incorporated into human erythrocyte membranes. Br J Nutr 2005; 93(1):10-3. 64. Jansson E, Landberg R, Kamal-Eldin A i wsp. Presence of alkylresorcinols, potential whole grain biomarkers, in human adipose tissue. Br J Nutr 2010; 4(5):633-6. 65. Gosteli J. Antimicrobial resorcinols. Ger Offen 1974; 2:359-410. 66. Katsuta T. Oral bactericidial compositions containing phenols. Patent Jpn. Kokai Tokkyo Koho J.P. 1990; 02.255.609. 67. Uchida H. 2-Alkylresorcinols. Jpn. Kokai Tokkyo Koho J.P. 1985; 60,139,637. 68. Kraal JH, Hussain AA, Gregorio SB i wsp. Exposure time and the effect of hexylresorcinol on bacterial aggregates. J Dent Res 1979; 58(11):2125-31. 69. Kubis AA, Kozubek A, Lamer-Zarawska E i wsp. Potencjał środowiska w zakresie uzyskiwania farmaceutyków i agrochemikaliów ze źródeł naturalnych. Ekspertyza, Wrocław 2007. 70. Razdan RK, Dalzell HC, Handrick GC i wsp. A simple one-step synthesis of (-) delta1-tetrahydrocannabinol (THC) from p-mentha-2,8-dien-1-ol and olivetol. J Am Chem Soc 1974; 96(18):5860-5. 71. Gubernator J, Stasiuk M, Kozubek A. Dual effect of alkylresorcinols, natural amphiphilic compounds, upon liposomal permeability. Biochim Biophys Acta 1999;1418:253-60.
