Morwa rośnie w formie drzew lub krzewów. Pochodzi ona głównie z Chin, gdzie przez wieki była uprawiana. Do Polski została sprowadzona w XVII w. i występuje tu tylko jeden gatunek – morwa biała (Morus alba L.). Jest to roślina wieloletnia, szeroko rozpowszechniona w świecie, a więc łatwo przystosowująca się do różnorodnych warunków klimatycznych. Morwa ze względu na swoje pochodzenie jest dość wrażliwa na zmiany temperatury. Wilgotność powietrza w naszym klimacie i opady są wystarczające dla uprawy morwy (1).

Morwa biała zawiera znaczne ilości składników bioaktywnych, w tym przeciwutleniaczy, dlatego już od dawna była wykorzystywana w medycynie ludowej Dalekiego Wschodu.

Współczesna nauka potwierdza wcześniejsze obserwacje i przedstawia dowody na to, że związki przeciwutleniające zawarte w morwie białej zapobiegają wielu chorobom cywilizacyjnym, takim jak miażdżyca, cukrzyca, otyłość czy choroby nowotworowe.

Jedną z wartościowych odmian morwy jest odmiana Wielkolistna Żółwińska. Odmiana ta jest wynikiem prac badawczych i hodowlanych dawnego Zakładu Badawczego Jedwabiu Naturalnego – obecnego Instytutu Włókien Naturalnych i Roślin Zielarskich w Poznaniu. Została ona wyhodowana przede wszystkim na potrzeby karmienia jedwabników morwowych i jest przystosowana do polskich warunków klimatycznych. Charakteryzuje się dobrymi właściwościami odżywczymi oraz pokaźnymi, kształtnymi liśćmi i dużym przyrostem biomasy (2).

Dane piśmiennictwa mówią o dużej zawartości związków bioaktywnych w morwie, jednak jak do tej pory nie scharakteryzowano pod tym względem odmiany Wielkolistnej Żółwińskiej.

Celem niniejszej pracy było oznaczenie zawartości substancji biologicznie aktywnych w ekstraktach wodnych otrzymanych z liści i pędów morwy białej, odmiany Wielkolistnej Żółwińskiej.

Materiał badawczy stanowiły wysuszone zielone liście oraz pędy jednoroczne morwy białej odmiany Wielkolistna Żółwińska zebrane w lipcu 2010 roku na terenie Zakładu Doświadczalnego Instytutu Włókien Naturalnych i Roślin Zielarskich w Pętkowie. Fragmenty rośliny rozdrobniono w uniwersalnym młynku tnącym Pulverisette 19; sito 0,25 mm. Sproszkowane liście poddawano jednokrotnej ekstrakcji. Materiał zaparzano wrzącą wodą redestylowaną i poddawano wytrząsaniu w czasie półtorej godziny. Zawiesinę przesączano na lejkach piankowych G-0, a następnie przesącz zamrażano (temp. -50°C) i liofilizowano (ciśnienie < 0,5 hPa).

W tak otrzymanych ekstraktach oznaczano wybrane polifenole przy pomocy wysokosprawnej chromatografii cieczowej (HPLC). Analizę fitochemiczną prowadzono za pomocą zwalidowanych metod własnych IWNiRZ. Zastosowano następujące warunki chromatograficzne: detektor DAD, kolumnę Nucleosis C18 150,0 x 4,0 mm x 3,0 μm, skład faz ruchomych: A – tetrahydrofuran: diwodorofosforan sodu, pH = 3,0, 5:95 (v:v); faza ruchoma B – tetrahydrofuran: diwodorofosforan sodu, pH = 3,0, 40:60 (v:v), szybkość przepływu: 1,0 ml/min; objętość nastrzyku: 20 μl; temp. kolumny: 30°C; detekcję dla izowiteksyny, witeksyny, luteoliny prowadzono przy długości fali λ = 350 nm, dla hiperozydu i apigeniny λ = 210 nm, dla rutyny – λ = 360 nm, a dla kwercetyny przy długości fali λ = 370 nm. Podczas oznaczania kwasu rozmarynowego i kwasu chlorogenowego zmieniono skład fazy ruchomej następująco: faza ruchoma A – kwas fosforowy: woda 1:999 (v/v); faza ruchoma B – acetonitryl oraz szybkość przepływu 0,8 ml/min, objętość nastrzyku 10 μl; temp. kolumny wynosiła 40°C. Detekcję dla kwasu rozmarynowego prowadzono przy długości fali λ = 205 nm, a dla kwasu chlorogenowego – λ = 330 nm.

Wyniki wyrażano w postaci zawartości procentowej poszczególnych związków w wyciągach i przedstawiano jako średnie arytmetyczne (z co najmniej trzech oznaczeń) ± SD. Analizę ogólnej zmienności w dwóch latach zbiorów prowadzono w oparciu o analizę wariancji z powtórzeniami (ANOVA II). Do zweryfikowania hipotez zerowych dla przeprowadzonych analiz zawartości składników bioaktywnych uzyskanych metodą HPLC wykonano dwuczynnikową analizę wariancji dla układu czynników, na poziomie istotności α = 0,05, wykorzystując program Statistica v. 8. Uprzednio dane wyrażone w procentach poddano transformacji według formuły Blissa y = arcsin ? p (3). Dla analiz istotnych statystycznie, w celu ustalenia grup podobnych pod względem badanego czynnika, wykonano test post-hoc HDS Tukeya (α = 0,05).