*Anna Kędzia1, Andrzej W. Kędzia2
Wrażliwość bakterii beztlenowych na olejek anyżowy (Oleum anisi)
Susceptibility of anaerobic bacteria on anise oil (Oleum anisi)
1Emerytowany profesor dr hab. n. med. Gdańskiego Uniwersytetu Medycznego
2Katedra Auksologii Klinicznej i Pielęgniarstwa Pediatrycznego, Uniwersytet Medyczny im. Karola Marcinkowskiego w Poznaniu
Kierownik Katedry: dr hab. n. med. Andrzej W. Kędzia, prof. nadzw.
Streszczenie
Wstęp. Anyżek (Pimpinella anisum L.) należy do rodziny Apiaceae. Roślina występuje w Chinach, Iranie, Indiach i Ameryce. Ma zielone lancetowate liście, białe kwiaty oraz owoce barwy zielonożółtej. Owoce wykorzystywane są do produkcji olejku. Olejek anyżowy jest szeroko stosowany w medycynie ludowej, a także do wytwarzania żywności, kosmetyków i środków leczniczych. Owoce zawierają 6-30% olejku eterycznego. Jego głównymi składnikami są: trans-anetol, estragol, eugenol, linalol, α-terpineol, cis-anetol, aldehyd anyżowy, kumaryny, metylochawikol, skopoletyna, umbeliferon, estrole i poliacetyleny.
Cel pracy. Celem badań była ocena przeciwdrobnoustrojowej aktywności olejku anyżowego wobec bakterii beztlenowych wyizolowanych z jamy ustnej i górnych dróg oddechowych.
Materiał i metody. Ogółem badaniom poddano 54 szczepy bakterii beztlenowych z rodzajów: Porphyromonas, Prevotella, Bacteroides, Parabacteroides, Fusobacterium, Tannerella, Finegoldia, Parvimonas, Peptostreptococcus, Actinomyces, Propionibacterium i Bifidobacterium, a także 8 szczepów wzorcowych – Bacteroides fragilis ATCC 25285, Porphyromonas asaccharolytica ATCC 29743, Peptostreptococcus anaerobius ATCC 27337, Fusobacterium nucleatum ATCC 25586, Finegoldia magna ATCC 29328, Parabacteroides distasonis ATCC 8503, Propionibacterium acnes ATCC 11827 oraz Actinomyces odontolyticus ATCC 17929. Wrażliwość (MIC) oznaczano metodą seryjnych rozcieńczeń w agarze Brucella zawierającym 5% krwi baraniej, menadion i heminę. Inokulum zawierające 106 CFU na kroplę nanoszono aparatem Steersa na powierzchnię agaru zawierającego badany olejek lub bez niego (kontrola wzrostu szczepów). Inkubację płytek prowadzono w warunkach beztlenowych w anaerostatach zawierających mieszaninę gazów: 10% C02 , 10% H2 i 80% N2 , katalizator palladowy i wskaźnik beztlenowości, w temp. 37°C przez 48 godz. MIC określano jako najmniejsze rozcieńczenie olejku, które całkowicie hamowało wzrost bakterii beztlenowych.
Wyniki. Wyniki wskazują, że najbardziej wrażliwe na olejek anyżowy spośród Gram-ujemnych bakterii beztlenowych były szczepy Tannerella forsythia (MIC 0,5-< 0,12 mg/ml), Fusobacterium necrophorum, Bacteroides vulgatus i Bacteroides uniformis (MIC = 25 mg/ml). Szczepy z gatunków Prevotella bivia i Parabacteroides distasonis były najmniej wrażliwe na olejek. Wzrost tych bakterii był hamowany przez stężenia wynoszące > 2,0 mg/ml. Olejek anyżowy był bardziej aktywny wobec Gram-dodatnich pałeczek i ziarniaków w porównaniu z Gram-ujemnymi bakteriami beztlenowymi.
Wnioski. Olejek anyżowy był bardzo aktywny wobec wszystkich testowanych bakterii beztlenowych. Najbardziej wrażliwe okazały się szczepy z gatunku Tannerella forsythia, Fusobacterium necrophorum, Bacteroides vulgatus i Bacteroides uniformis. Gram-dodatnie pałeczki i ziarniaki charakteryzowały się wyższą wrażliwością na olejek anyżowy w porównaniu z beztlenowymi Gram-ujemnymi pałeczkami.
Summary
Introduction. Anise (Pimpinella anisum L.) belong to Apiaceae family. The plant is distributed in China, Iran, Indie and America. The fruits green' lanceoled leaves, white flowers and green-yellow seeds. The fruits are used to produce an essential oils. The anise oil is widely used in folk medicine, food, cosmetic and pharmaceutical industries. The fruits consists of 6-30% volatile oil. Its the major components are trans-anethole, estragol, eugenol, linalool, α-terpineol, cis-anethole, anisaldehyde, coumarins, methylchavikol, scopoletin, umbelliferone, estrols and polyacetylenes.
Aim. The aim of this study was to determine the antimicrobial activity of anise oil against anaerobic bacteria isolated from oral cavity and upper respiratory tract.
Material and methods. A total 54 strains of anaerobic bacteria and 8 standards strains from genera Porphyromonas, Prevotella, Bacteroides, Parabacteroides, Fusobacterium, Tannerella, Finegoldia, Peptostreptococcus, Actinomyces, Propionibacterium, Bifidobacterium and 8 standards strains Bacteroides fragilis ATCC 25285, Porphyromonas asaccharolytica ATCC 29743, Peptostreptococcus anaerobius ATCC 27337, Fusobacterium nucleatum ATCC 25586, Finegoldia magna ATCC 29328, Parabacteroides distasonis ATCC 8503, Propionibacterium acnes ATCC 11827 and Actinomyces odontolyticus ATCC 17929 were investigated.
The susceptibility (MIC) was determined by the two-fold of plate dilution method in Brucella agar supplemented with 5% defibrinated sheep blood, menadione and hemin. The inoculum containing 106 CFU/spot was seeded with Steers replicator upon the surface of agar containing testing oil and free oil (the strains growth control). Incubation the plates was performed in anaerobic conditions in anaerobic jars with 10% CO2 , 10% H2 and 80% N2 . The MIC was considered to be the last dilution that did not bacterial colonial growth.
Results. The results showed, that the most susceptible to oils from Gram-negative anaerobes were the strains of Tannerella forsythia (MIC 0.5-< 0.12 mg/ml), Fusobacterium necrophorum, Bacteroides vulgatus and Bacteroides uniformis (MIC = 25 mg/ml). The strains from genus of Prevotella bivia and Parabacteroides distasonis were the lowest sensitive. The growth of the strains was inhibited by concentration > 2.0 mg/ml. The anise oil was more active against Gram-positive rods and cocci then Gram-negative anaerobic bacteria.
Conclusions. The anise oil was very active against all bacterial strains tested. The most susceptible to oil was the strains from genus Tannerella forsythia, Fusobacteria necrophorum, Bacteroides vulgatus and Bacteroides uniformis. The Gram-positive-rods and cocci was more susceptible to anise oil then anaerobic Gram-negative rods.
Wstęp
Olejki eteryczne występują w wielu roślinach. Od wieków są wykorzystywane jako leki w medycynie tradycyjnej takich krajów, jak: Chiny, Iran i Indie. Podróżujący po wielu krajach Polak, Szymon Syreński (Syreniusz), żyjący w latach 1540-1611, napisał dzieło, w którym zamieścił opisy i rysunki 765 roślin. Był to podręcznik ziołolecznictwa (wydany w 1613 r.) zawierający m.in. opis i działanie anyżku.
Biedrzeniec (anyż, anyżek), Pimpinella anisum L. syn. Anisum vulgare Gaertn., należy do rodziny selerowatych (Apiaceae). Jest to roślina jednoroczna. Wymaga gleby bogatej w próchnicę. Osiąga wysokość do ok. 50 cm. Górna część łodygi jest rozgałęziona. Wytwarza zielone ząbkowane liście i drobne białe kwiaty ułożone w baldachy. Tworzy podłużny, zielonożółty, jajowaty owoc długości 5 mm. Owoce (Fructus anisi) są suszone w warunkach naturalnych lub specjalnych suszarniach. Zawierają one od 6 do 30% olejku eterycznego, który jest wykorzystywany w lecznictwie (1-3). Wśród głównych jego składników wymienia się: trans-anetol, estragon, eugenol, linalol, α-terpineol, cis-anetol, aldehyd anyżowy, kumaryny, metylochawikol, skopoletynę, umbeliferon, estrole i poliacetyleny (4-8).
Badania wskazują, że wyciągi wodne i alkoholowe oraz olejek anyżowy działają wykrztuśnie, rozkurczowo i przeciwwymiotnie (9, 10). Działają korzystnie w hipolipidemii, cukrzycy, menopauzie i wzmagają laktację (11-14). Wspomagają leczenie przewlekłego zapalenia zatok (15). Oddziałują korzystnie w zaburzeniach żołądkowych różnego pochodzenia i wrzodach żołądka (13, 14, 16-20). Doświadczenia przeprowadzone na zwierzętach wykazały, że działanie przeciwbólowe olejku anyżowego można porównać do skuteczności morfiny czy aspiryny (18). Nasiona Pimpinella anisum działają osłaniająco na komórki wątroby (21). Udowodniły to doświadczenia przeprowadzone przez Jamshidzadeha i wsp. (21). Oddziałują one korzystnie w leczeniu kamicy nerek i pęcherza moczowego (22). Ponadto anyżek usprawnia zapamiętywanie w przypadku niedotlenienia mózgu i choroby Alzheimera (24, 25). De Sonsa (24), El-Hodairy (25) i inni autorzy (23-27) zalecają jego stosowanie w padaczce i depresji. Wykazuje też aktywność przeciwutleniającą (26).
W wielu publikacjach opisano aktywność przeciwdrobnoustrojową olejku. Obejmowała ona działanie na bakterie (4, 28-35), grzyby (32, 36-40), wirusy (41, 42) i owady (43-48). Przeprowadzone dotychczas doświadczenia dotyczą w większości bakterii tlenowych. Brak badań dotyczących bakterii beztlenowych.
Cel pracy
Celem badań było określenie wrażliwości bakterii beztlenowych wyizolowanych z jamy ustnej i górnych dróg oddechowych na olejek anyżowy.
Materiał i metody
Materiały do badań pobrano od pacjentów z zakażeniem w obrębie jamy ustnej oraz górnych dróg oddechowych. Ocenie wrażliwości poddano 54 szczepy bakterii beztlenowych wyizolowanych od pacjentów, które należały do następujących rodzajów: Porphyromonas (4 szczepy), Prevotella (7), Bacteroides (8), Parabacteroides (2), Fusobacterium (6), Tannerella (2), Finegoldia (6), Parvimonas (2), Peptostreptococcus (6), Actinomyces (4), Propionibacterium (6) i Bifidobacterium (2), a także 8 szczepów wzorcowych, w tym: Bacteroides fragilis ATCC 25285, Porphyromonas asaccharolytica ATCC 29743, Peptostreptococcus anaerobius ATCC 27337, Fusobacterium nucleatum ATCC 25586, Finegoldia magna ATCC 29328, Parabacteroides distasonis ATCC 8503, Propionibacterium acnes ATCC 11827 oraz Actinomyces odontolyticus ATCC 17929. Badanie wrażliwości (MIC) wymienionych bakterii na olejek anyżowy (Semifarm) przeprowadzono, wykorzystując metodę seryjnych rozcieńczeń w agarze Brucella zawierającym 5% krwi baraniej, menadion i heminę. Przed doświadczeniem olejek rozpuszczono w DMSO (Serva), w celu uzyskania stężenia 100 mg/ml. Kolejne rozcieńczenia przygotowano w jałowej wodzie destylowanej. Do badań użyto następujących stężeń olejku: 2,0, 1,5, 1,0, 0,5, 0,25 i 0,12 i mg/ml. Zawiesinę bakteryjną zawierającą 106 CFU na kroplę nanoszono na powierzchnię agaru aparatem Steersa. Do kontroli wzrostu szczepów wykorzystano podłoże niezawierające olejku. Podłoża z posiewami oraz podłoża kontrolne hodowano w anaerostatach zawierających mieszaninę gazów: 10% C02, 10% H2 i 80% N2, katalizator palladowy i wskaźnik beztlenowości, w temp. 37°C przez 48 godz. Za najmniejsze stężenie (MIC) olejku przymowano takie, które całkowicie hamowało wzrost ocenianych bakterii beztlenowych.
Wyniki i omówienie
Powyżej zamieściliśmy fragment artykułu, do którego możesz uzyskać pełny dostęp.
Mam kod dostępu
- Aby uzyskać płatny dostęp do pełnej treści powyższego artykułu albo wszystkich artykułów (w zależności od wybranej opcji), należy wprowadzić kod.
- Wprowadzając kod, akceptują Państwo treść Regulaminu oraz potwierdzają zapoznanie się z nim.
- Aby kupić kod proszę skorzystać z jednej z poniższych opcji.
Opcja #1
29 zł
Wybieram
- dostęp do tego artykułu
- dostęp na 7 dni
uzyskany kod musi być wprowadzony na stronie artykułu, do którego został wykupiony
Opcja #2
69 zł
Wybieram
- dostęp do tego i pozostałych ponad 7000 artykułów
- dostęp na 30 dni
- najpopularniejsza opcja
Opcja #3
129 zł
Wybieram
- dostęp do tego i pozostałych ponad 7000 artykułów
- dostęp na 90 dni
- oszczędzasz 78 zł
Piśmiennictwo
1. Besharati-Seidagani A, Jabbari A, Yamini Y. Headspice solvent microextractions: a very rapid method for identification of volatile components of Iranian Pimpinella anisum seed. Anak Chim Acta 2005; 530(1):155-61.
2. Lin W, Ge T, Pan Z i wsp. The effects of herbal medicine on epilepsy. Oncotarg 2017; 8(29):48385-97.
3. Soleni-Surmaghi MH. Medicinal plants and phythotherapy. Donyay Taghziah Press 2010; 1.
4. Gulcin I, Oktay M, Kirecci E i wsp. Screening of antioxidant and antimicrobial activities of anise (Pimpinella anisum L.) seed extracts. Food Chem 2003; 83(3):371-82.
5. Orav A, Raal A, Arak E. Essential oil composition of Pimpinella anisum L. fruits from various European countries. Nat Prod Res 2008; 22(3):227-32.
6. Skalicka-Woźniak K, Walasek M, Ludwiczak A i wsp. Isolation of terpenoids from Pimpinella anisum essentials oil by high-performance counter-current chromatography. J Separation Sci 2013; 36(16):2611-4.
7. Ullah H, Honermeier B. Fruit field, essentials oil concentration and composition of Tyree anise cultivurs (Pimpinella anisum L.) in relation to sowing rate and locations. Ind Crops Prod 2013; 42:489-99.
8. Denev RU, Kuzmanova IS, Momchilova SM i wsp. Resolution and quantification of isomeric fatty acids by silver ion HPLC: fatty acid composition of aniseed oil (Pimpinella anisum, Apiaceae). JAOAC Int 2011; 94(1):4-8.
9. Titapelli CR, de Andrade CR, Cassano AO i wsp. Antispasmotic and relaxant effects of the hidroalcoholic extract of Pimpinella anisum (Apiaceae) on rat anococcygens smooth muscle. J Ethnopharmacol 2007; 110(1):23-9.
10. Baskabady MH, Ramazani-Assari M. Relaxant effect of Pimpinella anisum on isolated guinea pig tracheal chains and its possibile mechanizm(s). J Ethnopharmacol 2001; 74(1):83-8.
11. Rajeshwari CU, Abirami M, Andallum B. In vitro and in vivo antioxidant potential of aniseed (Pimpinella asnisum). Asian J Exp Biol Sci 2011; 2(1):80-9.
12. Rajeshwari U, Shobha I, Andalln B. Composition of aniseed and coriandrer seeds for antidiabetes, hypolipidemic and antioxidant activities. Spatula DD 2011; 1(1):9-16.
13. Gilliani NP. The palliation of nursea in hospice and palliative care patients with essentials oils of Pimpinella anisum (aniseed), Foeniculum vulgare var. dulce (Sweet fennel), Anthemis nobilis (Roman chamomile) and Mentha x piperita (peppermint). Int J Aromather 2005; 15(4):163-7.
14. Picon PD, Picon RV, Costa AF i wsp. Randomised clinical trial of a phytotherapic compound containing Pimpinella anisum, Foeniculum vulgare, Sambucus nigra and Cassia angustifolia for chronic constipation. BMC Compl Altern Med 2010; 10:17-25.
15. Vazifehkan S, Shams-Ardekani MR, Kamalinejad M i wsp. Evaluation of novel natural drop for treatment of chronic rhinosinusitis without nasal polyps: a single blind randomized trial. Int Forum Allery Rhinol 2016; 6(9):943-9.
16. Al Mofleh IA, Alhalder AA, Mossa IS i wsp. Aqueous suspension of anise “Pimpinella anisum” protects rats against chemically induced gastric ulcers. World J Gastroenterol 2007; 13(7):1112-8.
17. Kreydiyyeh SI, Usta J, Knia K i wsp. Aniseed oil increases glucose absorption and reduces urine output in rat. Life Sci 2003; 74(5):663-73.
18. Tass A. Analgesic effect of Pimpinella anisum L. essential oil extracted in mice. Indian Veterin J 2009; 86(2):145-7.
19. Robies-Zepeda R, Velazquez-Contreras A, Garibay-Escobar A i wsp. Antimicrobial activity of Northwestern Mexican plants against Helicobacter pylori. J Med Food 2011; 14(10):1280-3.
20. Ashraffodin-Ghoshegir S, Mazaneri M, Ghanndi A i wsp. Pimpinella anisum in the treatment of functional dyspepsia. A double-blind, randomized clinical trial. J Res Med Sci 2015; 20(1):13-21.
21. Jamshidzadeh A, Heidari R, Razmjon M i wsp. An in vitro and in vivo investigation on hepatoprotective effects of Pimpinella anisum seed essential oil and extracts against carbon tetrachloride induced toxicity. Iran J Basic Med Sci 2015; 18:205-11.
22. Bahmani M, Baharvand-Ahmadi B, Tajeddini P i wsp. Identification of medical plants for the treatment of kidney and urinary stones. J Renal Inj Prev 2016; 5(3):120-33.
23. Shahamat Z, Abbasi-Maleki S, Motemamed SM. Evaluation of antidepressant-like effect of aqueous and ethanolic extracts of Pimpinella anisum fruit in mice. Avicenna J Phytomed 2016; 6(3):322-8.
24. De Sonsa DP. Analgetic-like activity of essentials oils constituents. Mol 2011; 16:2233-52.
25. El-Hodairy FA. Neuroprotective effects of Pimpinella anisum on neurotoxicity induced by bisphenol on normal and diabetic rats. Int J Pharm Sci 2014; 6(3):9-12.
26. Tavallali V, Rahmati S, Bahmanzadegan A. Antioxidant activity, polyphenolic contents and essentials oil composition of Pimpinella anisum L. as affected by zinc fertilizer. J Sci Food Agric 2017; 97(14):4883-9.
27. Twaij AA, Elishia EE, Khalid RM i wsp. Analgesic studies on some Iraqi medicinal plants. Int J Crude Drug Res 1988; 25(4):251-4.
28. AL-Bayati FA. Synergistic antimicrobial activity between Thymus vulgaris and Pimpinella anisum essential oils and methanol extracts. J Ethnopharmacol 2007; 116(3):403-6.
29. Radaelii M, Da Silva BP, Weidlich L i wsp. Antimicrobial activities of six essentials oils commonly used condiments in Brasil agains Clostridium perfringens. Brazil J Microbiol 2016; 47(2):424-30.
30. Plant J, Stephens B. Evaluation of the antibacterial activity of Sizable Set of essentials oils. Med Arom Plants 2015; 4(2):185-9.
31. Akhtar A, Deshmukin AA, Bhonsle AV. In vitro antibacterial activity of Pimpinella anisum fruit extracts against some pathogenic bacteria. Veterinary World 2008; 1(9):272-4.
32. Hammer KA, Carson CF, Riley TV. Antimicrobial activity of essential oils and other plant extracts. J Appl Microbiol 1999; 86:985-90.
33. Di Pasqua R, De Feo V, Villiani F. In vitro antimicrobial activity of essential oils from Mediterranean Apiaceae, Verbenaceae and Lamiaceae against foodborne pathogens and spoilage bacteria. Ann Microbiol 2005; 55(2):139-43.
34. Chao S, Young G, Oberg G i wsp. Inhibition of methicillin-resistant Staphylococcus aureus (MRSA) by essentials oils. Flav Fragr J 2008; 23:444-9.
35. Maruzzella JC, Sicurella NA. Antibacterial activity of essentials oil vapours. J Am Pharm Assoc 1960; 49:692-4.
36. Pauli A. Anticandidal low molecular compounds from higher plants with special reference to compounds from essential oils. Med Res Rev 2006; 26(2):223-68.
37. Shukla HS, Tripathi SC. Antifungal substance in the essential oil of anise (Pimpinella anisum L.). Ulural Biol Chem 1987; 51(7):1991-3.
38. Kosalec I, Pepeljnjak S, Kuatrak D. Antifungal activity of fluid extract and essential oil from anise fruits (Pimpinella anisum L., Apiaceae). Acta Pharmaceut 2005; 55(4):377-85.
39. Maruzzella JC, Ligouri L. The in vitro antifungal activity of essential oils. J Am Pharm Assoc 1956; 47(4):250-4.
40. Yazdani D, Rezazadeh S, Amin G i wsp. Antifungal activity of dried extracts of anise (Pimpinella anisum L.) and star anise (Illicum verum Hook f.) against dermatophyte and saprophyte fungi. J Med Plants 2009; 8(5):24-9.
41. Shukla HS. Antiviral properties of essential oils of Foeniculum vulgare and Pimpinella anisum. Agronomiae 1989; 9(3):277-9.
42. Lee JB, Yamagishi C, Hayashi K i wsp. Antiviral and immunostimulating effects of lignin-carbohydrate-protein complexes from Pimpinella anisum. Biosci Biotechnol Biochem 2011; 75(3):459-65.
43. Kimaris AC, Koliopoulos G, Michealakis A i wsp. Bioactivity of Dianthus caryophyllus, Lepidium sativum, Pimpinella anisum and Illicum verum essential oils and their major components against the West Nile vector Culex pipiens. Parasitol Res 2012; 111(6):2403-10.
44. Lu VL, Olu E. Peculicidal activity of plants essential oils and their based preparations. Med Parazital Parazitarnye Bolezni 2014; 2:37-42.
45. Prajapati V, Tripathi AK, Aggarwal KK i wsp. Insecticidal repelent and oviposition-deterrent activity of seleted essential oils against Anapheles stephensi, Aedes aegypti and Culex quinquenfasciatus. Bioresource Technol 2005; 96(16):1749-57.
46. Erler F, Ulung I, Yalcinkaya B. Repellent activity of five essential oils against Culex pipiens. Fitoter 2006; 77(7/8):491-4.
47. Tune I, Berger BM, Erlev F i wsp. Ovicidal activity of essential oils from five plants against two stored-product insects. J Stored Prod Res 2000; 36(2):161-8.
48. Benelli G, Canale A, Afshar FH i wsp. Synergized mixtures of Apiaceae essential oils and related plant-borne compounds: Larvicidal effectiveness on the filariasis vector Culex quinquefasciatus Say. Ind Crops Prod 2017; 96:186-95.
49. Janssen AM, Chin NLJ, Scheffer JJC. Screening for antimicrobial activity of some essential oils by the agar overlay technique. Pharm Weekbl Sci 1986; 8:289-92.
50. Morris JA, Khetry A, Seitz EW. Antimicrobial activity of aroma chemicals and essential oils. J Am Oil Chem Soc 1979; 56:595-603.
51. Parabuseenivasan S, Jayakumar M, Ignacimuthu S. In vitro antibacterial activity of some essentials oils. BCM Complemen Alt Med 2006; 6:39-46.
52. Kędzia B, Hołderna-Kędzia E. Badania wpływu olejków eterycznych na bakterie, grzyby i dermatofity chorobotwórcze dla człowieka. Post Fitoter 2007; 2:71-7.
53. Si W, Gong J, Tsao R i wsp. Antimicrobial activity of essentials oils and structurally related synthetic food additivies towards selected pathogenic and benificial gut bacteria. J Appl Microbiol 2006; 100:296-305.
