*Anna Kędzia1, Andrzej W. Kędzia2
Przeciwgrzybicza aktywność olejku melisowego (Oleum Melissae)
Antifungal activity of Melissa oil (Oleum Melissae)
1Emerytowany profesor dr hab. n. med. Gdańskiego Uniwersytetu Medycznego
2Katedra Auksologii Klinicznej i Pielęgniarstwa Pediatrycznego, Uniwersytet Medyczny im. Karola Marcinkowskiego w Poznaniu Kierownik Katedry: dr hab. n. med. Andrzej W. Kędzia, prof. UM
Streszczenie
Wstęp. Wiele roślin wytwarza olejki eteryczne, które są stosowane w profilaktyce i terapii chorób. Melisa była znana i używana już w I wieku p.n.e. Wytwarza olejek, który wykazuje właściwości: przeciwmiażdżycowe, przeciwnowotworowe, uspokajające, przeciwdepresyjne, przeciwmigrenowe, przeciwastmatyczne, przeciwreumatyczne i przeciwutleniające. Zawiera on: geraniol, β-kariofylen, geranial, tymol, neral, octan geranylu, linalol, cytronelol, citronelal i α-humulen. Wykazuje aktywność przeciwbakteryjną i przeciwgrzybiczą.
Cel pracy. Badania miały na celu oznaczenie wrażliwości grzybów drożdżopodobnych na olejek melisowy.
Materiał i metody. Szczepy grzybów zostały wyizolowane z jamy ustnej pacjentów ze stwierdzoną kandydozą. Ogółem badaniom poddano 53 szczepy grzybów drożdżopodobnych z gatunków: Candida albicans (22 szczepy), C. glabrata (5), C. guilliermondii (2), C. humicola (2), C. kefyr (3), C. krusei (5), C. lusitaniae (2), C. parapsilosis (5), C. tropicalis (6) i C. utilis (1) oraz 9 szczepów wzorcowych. Doświadczenia przeprowadzono metodą seryjnych rozcieńczeń w agarze Sabourauda. Olejek melisowy (Semifarm) rozpuszczono najpierw w DMSO (Serva), a potem w jałowej wodzie destylowanej. Zawiesinę zawierającą 105 CFU na kroplę przenoszono aparatem Steersa na powierzchnię agaru z dodatkiem lub bez olejku (kontrola wzrostu szczepów). Użyte stężenia wynosiły: 2,0, 1,0, 0,5, 0,25 i 0,12 mg/ml. Inkubację posiewów prowadzono w warunkach tlenowych w temp. 37°C przez 24-48 godzin. Za najmniejsze stężenie (MIC) uznano takie, które hamowało wzrost testowanych szczepów grzybów drożdżopodobnych.
Wyniki. Wyniki wskazują, że szczepy grzybów były wrażliwe na olejek melisowy w zakresie stężeń 0,25-2,0 mg/ml. Spośród gatunku Candida albicans wzrost 19 (86%) szczepów był hamowany przez stężenia 0,25-0,5 mg/ml. Na te same wartości MIC wykazały wrażliwość szczepy Candida glabrata i Candida humicola (MIC 0,5 mg/ml). Grzyby z gatunków: Candida kefyr, C. krusei, C. lusitaniae i C. tropicalis okazały się mniej wrażliwe. Wzrost tych grzybów był hamowany przez stężenia olejku melisowego w zakresie 0,5-2,0 mg/ml. Najniższą skuteczność olejek wykazał wobec szczepów Candida lusitaniae i Candida utilis. Stężenia hamujące wzrost tych szczepów wynosiły od 1,0 do 2,0 mg/ml. Ze wszystkich ocenianych szczepów z rodzaju Candida tylko 11 (21%) było wrażliwych na olejek melisowy w stężeniu wynoszącym 2,0 mg/ml.
Wnioski. Olejek melisowy wykazał największą aktywność wobec szczepów Candida albicans, C. glabrata i C. humicola. Najmniej wrażliwe na olejek były szczepy z gatunków Candida lusitaniae i Candida utilis. Olejek melisowy charakteryzował się wysoką aktywnością wobec wszystkich testowanych szczepów grzybów drożdżopodobnych z rodzaju Candida.
Summary
Introduction. A lot of plant produced essential oils, which are applied in prophylaxis and therapy of medicine. Melissa was known and used in I century BC. It produced the oil, which possess following properties: antiarteriosclerotic, anticancer, sedative, antidepression, antimigraine, antiasthmatic, antirheumatic and antioxidant. Its contain: geraniol, β-caryophyllene, geranial, thymol, neral, geranyl acetate, linalol, cytronellol, citronellal and α-humulen. It exhibited antibacterial and antifungal activity.
Aim. The aim of this study was to indicate of susceptibility of yeastlike fungi to melissae essential oil.
Material and methods. The strains of fungi were isolated from oral cavity from patients with candidosis. A total 23 strains of yeastlike fungi from genus of Candida albicans (22 strains), C. glabrata (5), C. guilliermondii (2), C. humicola (2), C. kefyr (3), C. krusei (5), C. lusitaniae (2), C. parapsilosis (5), C. tropicalis (6), C. utilis (1) and 9 reference strains were tested. Investigated was carried out using plate dilution technique in Sabouraud’s agar. The melissae oil (Semifarm) was dissolved in DMSO and then in aseptic distilled water. Inoculum contain 105 CFU per spot was transferred with Steers replicator upon the agar with and without essential oil (strains growth control). The concentrations of melissae oil were: 2.0, 1.0, 0.5, 0.25 and 0.12 mg/ml. Incubation was performed in aerobic conditions in temp. 37°C. Incubation of agar plates were performed in aerobic condition at temp. 37°C, at 24-48 hours. Minimum inhibitory concentration (MIC) was interpreted as the lowest concentrations of melissa oil which inhibited the growth of yeastlike fungi.
Results. The dates indicated that the strains of fungi was susceptible to oil in concentrations 0.25-2.0 mg/ml. The 19 (86%) of strains from genus Candida albicans was inhibited in concentrations 0.25-0.5 mg/ml. On the same values of MIC’s were susceptible the strains of Candida albicans, Candida glabrata and Candida humicola (MIC 0.5 mg/ml). The fungi from genus of Candida kefyr, Candida krusei, Candida lusitaniae and Candida tropicalis were less sensitive. The growth of this yeastlike fungi was inhibited by concentrations of melissae oil in range 0.5-2.0 mg/ml. The oil was the lowest active towards genus Candida lusitaniae and Candida utilis. The MIC for these strains was from 1.0 to 2.0 mg/ml. From all tested genus Candida strains 11 (21%) of them was susceptible to melissa oil in range 2.0 mg/ml.
Conclusions. Melissa oil was the most active towards strains of Candida albicans, Candida glabrata and Candida humicola. The lowest sensitive to oil were the strains from genus Candida lusitaniae and Candida utilis. The melissa oil characterized a high activity towards all tested strains of yeastlike fungi from genus of Candida.
Wstęp
Wiele roślin wytwarza olejki eteryczne, które wykazują właściwości lecznicze i znajdują zastosowanie w terapii. Melisa była znana i uprawiana już w I wieku p.n.e. Do Polski prawdopodobnie sprowadzili ją włoscy zakonnicy (1). Paracelsus (1493-1541) wytwarzał różne płyny zawierające ekstrakty z melisy, które nazywał eliksirami życia. Natomiast angielski pisarz John Evelyn (1620-1706) opisał tę roślinę, zwracając uwagę na jej korzystne oddziaływanie na pamięć, zapobieganie melancholii (2). Avicenna (980-1017) polecał melisę w chorobach serca (3, 4).
Melisa w stanie naturalnym występuje w Azji Centralnej, Iranie, Ameryce Północnej oraz Europie, w regionie Morza Śródziemnego (1, 5). Obecnie melisa w postaci ziela, ekstraktów i olejku stosowana jest w medycynie oraz wykorzystywana w kosmetyce, przemyśle perfumeryjnym, a także jako dodatek do żywności. Doświadczalnie wykazano, że olejek ma właściwości przeciwmiażdżycowe, przeciwskurczowe, przeciwutleniające, przeciwbólowe i przeciwnowotworowe (6-16). Jest też używany w leczeniu nadczynności tarczycy (17, 18). Ponadto wykazuje działanie uspokajające, przeciwdepresyjne, przeciwastmatyczne, przeciwreumatyczne i przeciwutleniające (1, 3, 14, 16, 19-21). Stosowany jest jako łagodny środek przeciwmigrenowy (22, 23). W wielu doświadczeniach potwierdzono jego korzystne właściwości przeciwutleniające (19, 24-35).
Wymienione wyżej działanie lecznicze melisa zawdzięcza obecności szeregu związków chemicznych. W składzie wytwarzanego olejku eterycznego występują m.in.: geraniol, β-kariofylen, geranial, tymol, neral, octan geranylu, linalol, cytronelol, citronelal i α-humulen (3, 6, 14, 19, 36-45). Olejek melisowy oraz niektóre jego składniki wykazują aktywność przeciwdrobnoustrojową (1, 3, 33, 37, 46-58). Publikacje najczęściej dotyczą wrażliwości bakterii na ten olejek. Brakuje danych na temat jego aktywności wobec grzybów drożdżopodobnych wyizolowanych z jamy ustnej.
Cel pracy
Badania miały na celu ocenę działania olejku melisowego na różne gatunki grzybów drożdżopodobnych wyizolowanych z jamy ustnej pacjentów chorych na kandydozę.
Materiał i metody badań
Badaniom poddano 53 szczepy grzybów drożdżopodobnych wyizolowanych z jamy ustnej pacjentów, u których stwierdzono kandydozę. Szczepy należały do następujących gatunków: Candida albicans (22 szczepy), C. glabrata (5), C. guilliermondii (2), C. humicola (2), C. kefyr (3), C. krusei (5), C. lusitaniae (2), C. parapsilosis (5), C. tropicalis (6) i C. utilis (1). Do badań włączono także 9 szczepów wzorcowych, w tym z gatunków: C. albicans ATCC 10231, C. glabrata ATCC 66032, C. guilliermondii ATCC 6260, C. kefyr ATCC 4130, C. krusei ATCC 14249, C. lusitaniae ATCC 34499, C. parapsilosis ATCC 22019, C. tropicalis ATCC 750 i C. utilis ATCC 9958. Wrażliwość wymienionych szczepów na olejek oznaczano metodą seryjnych rozcieńczeń w agarze Sabourauda. Olejek melisowy (Semifarm) rozpuszczono w DMSO (Serva), a następnie w jałowej wodzie destylowanej. Sporządzano następujące rozcieńczenia: 2,0, 1,0, 0,5, 0,25 i 0,12 mg/ml. Użyta zawiesina, zawierająca 105 CFU/kroplę, była przenoszona aparatem Steersa na powierzchnię agaru Sabourauda z dodatkiem olejku melisowego lub bez niego (kontrola wzrostu szczepów). Podłoża z posiewami hodowano przez 24-48 godzin, w temperaturze 37°C w warunkach tlenowych. Za MIC uznano takie najmniejsze stężenie olejku melisowego, które całkowicie powodowało zahamowanie wzrostu badanych szczepów grzybów drożdżopodobnych.
Wyniki i dyskusja
Powyżej zamieściliśmy fragment artykułu, do którego możesz uzyskać pełny dostęp.
Mam kod dostępu
- Aby uzyskać płatny dostęp do pełnej treści powyższego artykułu albo wszystkich artykułów (w zależności od wybranej opcji), należy wprowadzić kod.
- Wprowadzając kod, akceptują Państwo treść Regulaminu oraz potwierdzają zapoznanie się z nim.
- Aby kupić kod proszę skorzystać z jednej z poniższych opcji.
Opcja #1
29 zł
Wybieram
- dostęp do tego artykułu
- dostęp na 7 dni
uzyskany kod musi być wprowadzony na stronie artykułu, do którego został wykupiony
Opcja #2
69 zł
Wybieram
- dostęp do tego i pozostałych ponad 7000 artykułów
- dostęp na 30 dni
- najpopularniejsza opcja
Opcja #3
129 zł
Wybieram
- dostęp do tego i pozostałych ponad 7000 artykułów
- dostęp na 90 dni
- oszczędzasz 78 zł
Piśmiennictwo
1. Nurzyńska-Wierdak R. Melisa lekarska (Melissa officinalis L.) – skład chemiczny i aktywność biologiczna. Ann Horticult 2013; 23(1):25-35.
2. Joukar S, Zarisfi Z, Sepehri G i wsp. Efficacy of Melissa officinalis is suppressing ventricular arrhythmias following ischemia – reperfusion of the heart: A comparison with amiodarone. Med Princ Pract 2014; 23:340-5.
3. Bahtiyarca Bağdat R, Coşge B. The essential oil of lemon balm (Melissa officinalis L.), its compounds and using fields. J Fac Agric OMU 2006; 21(1):116-21.
4. Anonymous 2003. Microsoft Encarta Encyclopedia 1993-2003. Microsoft Corporation.
5. Astmgil A. Sifah Bitkiler. Tima Yaymalari, Istambul 2001; 352.
6. Moradkahani H, Sargsyan E, Bibak H i wsp. Melissa officinalis L., a valuable medicine plant. A review. J Med Plant Res 2010; 4(25):2753-9.
7. Bolkent S, Yanardag R, Karambmkif-Bulan O i wsp. Protective role of Melissa officinalis L. extract on liver of hyperlipidemic rats: a morphological and biochemical study. Ethnopharmacol 2005; 14:391-8.
8. Carvalno de Sonsa A, Garrass CR, Alviano DS i wsp. Melissa officinalis L. essential oils: antitumor and antioxidant activities. J Pharm Pharmacol 2004; 56(5):677-81.
9. Salvino F, Cresi F, Castagno E i wsp. A randomized double-blind placebo controlled trial of a standardized extract of Matricaria recutita, Foeniculum vulgare and Melissa officinalis (Coli Mil) in the treatment of breast colicky infants. Phytother Res 2005; 19(4):335-40.
10. Veira A, Heidor R, Carolozo M i wsp. Efficacy of geraniol but not of β-ionone of their combination for the chemoprevention of rat cancer carcinogenesis. Braz J Med Biol Res 2011; 44(6):538-45.
11. Shoft SM, Grummer M, Yatrin MB i wsp. Concentration-dependent increase of murine p338 and b16 population doubling time by the acyclic monoterpene geraniol. Cancer Res 1991; 51:37-42.
12. Ahmad ST, Arjumad W, Seth A i wsp. Premedical renal cancer chemopreventive efficacy of geraniol by modulation of multiple molecular pathways. Toxicol 2011; 290:69-81.
13. Bounihi A, Hajjajaj G, Anamer R i wsp. In vitro potential anti-inflammatory activity of Melissa officinalis L. essential oil. Adv Pharmacol Sci 2013. Art. ID 102759:1-7.
14. Chizzola R, Lohwasser V, Franz C. Biodiversity within Melissa officinalis L.: Variability of bioactive compounds in a cultivated collection. Molecules 2008: 23:294-306.
15. Moradi MT, Karimi A, Alidadi S i wsp. In vitro anti-adenovirus activity, antioxidant potential and total phenolic compounds of Melissa officinalis L. (lemon balm) extract. Int J Pharmacogn Phytochem Res 2016; 8:1471-7.
16. Corocho M, Barros L, Calhelha RC i wsp. Melissa officinalis L. decoctions as functional beverages. A bioactive approach and chemical characterization. Food Funct 2015; 6:2240-8.
17. Aufmolk M, Amir SM, Winterhoff H i wsp. Incubation by contain plants extracts of the blinding and adenylate cyclase stimulatory effect of bovine thyreotropin in human thyroid membranes. Endocrinol 1984; 115:527-34.
18. Aufmolk M, Ingmar JC, Kubota K i wsp. Extracts and auto-oxidized constituents of certain plants inhibit the receptor-blinding and biological activity of graves. Immunoglobul Endocrinol 1985; 116(5):1687-94.
19. Miraj S, Azizi N, Kiani S. A review of chemical compounds and pharmacological effects of Melissa officinalis L. Pharm Lett 2016; 8(6):229-37.
20. Emamghoreishi M, Telebianpour MS. Antidepressant effect of Melissa officinalis in the forced swimming test. DARU 2009; 17(1):42-7.
21. Beloued A. Plantes medicinales d’Algèrie (p134) Alger: Office des Publications Universitaires 2009.
22. Valnet J. Aromatherapy. Maloine, Paris 1990; 242-6.
23. Blumenthal M, Goldberg A, Brickman J. Herbal Medicine Expanded Commision E. Monographs. Newton MA. Integrate Med Commun 2000; 123:230-2.
24. De Sousa AC, Alviano DS, Blank AF i wsp. Melissa officinalis L. essential oil: antitumor and antioxidant activities. Pharm Pharmacol 2004; 56:677-81.
25. Meftahizade H, Sargsyan E, Moradkhani H. Investigation of antioxidant capacity of Melissa officinalis L. essential oils. J Med Plant Res 2010; 4(14):1391-5.
26. Koksal E, Bursal E, Dikici E i wsp. Antioxidant activity of Melissa officinalis leaves. J Med Plant Res 2011; 5(2):217-22.
27. Dias MJ, Baros L, Sousa MJ i wsp. Systematic comparison of nutraceuticals and antioxidant potential of cultured in vitro and Melissa officinalis samples. Food Chem 2012; 50:1866-73.
28. Husain AL, Auwar F, Iqbql T i wsp. Antioxidant attributes of four Lamiaceae essential oils. Pak J Bot 2011; 43(2):1315-21.
29. Ribeiro M, Bernardo-Gil M, Esqurvel M i wsp. Melissa officinalis L.: Study of antioxidant activity in supercritical residues. J Supercrit 2001; 211:51-60.
30. Kamdem JP, Adeniran A, Boligon AA i wsp. Antioxidant activity genotoxicity and cytotoxicity evaluation of lemon balm (Melissa officinalis L.) ethanolic extract. Its potential role in neuroprotection. Ind Crops Prod 2013; 51:26-34.
31. Peteira RP, Fachinetto R, de Souza Prestes A i wsp. Antioxidant effects of different extracts from Melissa officinalis, Matricaria recutita and Cymbopogon citrates. Neurochem Res 2009; 34:973-83.
32. Dastmalchi K, Dorman HD, Oinonen PP i wsp. Chemical composition and in vitro antioxidative activity of a lemon balm (Melissa officinalis L.) extract. Food Sci Technol 2008; 413:391-400.
33. Mabbrouki H, Duarte CMM, Akretche DE. Estimation of total phenolic contents in vitro antioxidant and antimicrobial activities of various solvent extracts of Melissa officinalis L. Arabian J Sci Eng 2018; 43:3349-57.
34. Popova A, Dalemska Z, Mihaylova D i wsp. Melissa officinalis L. – GC profile and antioxidant activity. Int J Pharmacogn Phytochem Res 2016; 8(4):634-8.
35. Sentkowska A, Biesaga M, Pyrzyńska K. Polyphenolic composition and antioxidative properties of lemon balm (Melissa officinalis L.) extract affected by different brewing processes. Int J Food Prop 2014; 18:2009-14.
36. Teherpour AA, Maroofi H, Rafie Z i wsp. Chemical composition analysis of the essential oil of Melissa officinalis L. from Kurdistan, Iran by HS/SPME method and calculation of the biophysicochemical coefficients of the components. Nat Prod Res 2012; 26(2):152-60.
37. Abdellatif F, Boudjella H, Zitouni A i wsp. Chemical composition and antimicrobial activity of essential oil from leaves of Algerian Melissa officinalis L. EXCLIJ 2014; 13:772-81.
38. Patora J, Majda T, Góra J i wsp. Variability in the content and composition of essential oil from lemon balm (Melissa officinalis L.) cultured in Poland. Acta Polon Pharm Drug Res 2013; 60(5):395-400.
39. Koliopoulos G, Pitarokin D, Kioulos E i wsp. Chemical composition and larvicidal evaluation of mentha, salvia and melissa essential oils against the West Nile Virus mosquito Culex pipiens. Parasitol Res 2010; 107(2):327-35.
40. Adinne J, Piri K, Karami O. Essential oil component in flower of lemon balm (Melissa officinalis L.). Am J Biochem Biotechnol 2008; 4(3):277-8.
41. Hanecianu M, Aprotosoaie AC, Gille E i wsp. Chemical composition and in vitro Melissa officinalis L. from Romania. Rev Med-Chirurg 2008; 112(3):843-7.
42. Yoo G, Lee ILK, Park S i wsp. Optimalization of extraction conditions for phenolic acids from the leaves of Melissa officinalis L. using response surface methodology. Pharmacogn Mag 2018; 14(54):155-61.
43. Mrlianová M, Tekel’ova D, Felklová M i wsp. The influence of the harvest cut height on the quality of the herbal drugs Melissae folium and Melissae herba. Planta Med 2002; 68(2):178-80.
44. Mokhtarzadeh S, Demitrici B, Goger G i wsp. Characterization of volatile compounds in Melissa officinalis L. under in vitro conditions. J Ess Oil Res 2017; 29(4):299-303.
45. Hollá M, Svajdlenka E, Tekel J i wsp. Composition of the essential oil from Melissa officinalis L. cultivated in Slovak Republic. J Ess Oil Res 1977; 9(4):481-4.
46. Rostami R, Kazemi M. Antibacterial activity of Lavandula officinalis and Melissa officinalis against some human pathogenic bacteria. Asian J Biochem 2012; 7(3):133-42.
47. Klűga A, Teyentjeva M, Kántor A i wsp. Antibacterial activity of Melissa officinalis L., Mentha piperita, Origanum vulgare L. and Malva mauritiana against bacterial microflora isolated from fish. Adv Res Life Sci 2017; 1(1):75-80.
48. Mimica-Dukic N, Bozin B, Sokovic M i wsp. Antimicrobial and antioxidant activities of Melissa officinalis L. (Lamiaceae) essential oil. Agric Food Chem 2004; 52(9):2485-9.
49. Bosnić T, Softić D, Grujić-Vasić J. Antimicrobial activity of some essential oils and major constituents of essential oils. Acta Med Acad 2006; 35:19-22.
50. Donaldson JR, Warner SL, Cates RG i wsp. Assessment of antimicrobial activity of fourtain essential oils when using dilution and diffusion methods. Pharm Biol 2005; 43(8):687-95.
51. Gutierrez J, Barry-Rayan C, Bourke P. The antimicrobial efficacy of plant essential oil combinations and interactions with food ingredients. Int J Food Microbiol 2008; 124:91-7.
52. Škrinjar MM, Nemet NT. Antimicrobial effects of species and herbs essential oils. APTEFF 2009; 40(1):195-209.
53. Czerwińska E, Szparaga A. Antibacterial and antifungal activity of plant extracts. Ann Set Environ Prot 2015; 17:209-29.
54. Lee SO, Choi GJ, Jang KS i wsp. Antifungal activity of five plant essential oils as fumigant against postharvest and soilborne plant pathogenic fungi. Plant Pathol J 2007; 23(2):97-102.
55. Budzyńska A, Sadowska B, Lipowczan G i wsp. Activity of selected essential oil against Candida spp. strains, evaluation of new aspects of their specific pharmacological properties with special reference to Lemon balm. Adv Microbiol 2013; 3:317-25.
56. Lee JH, Lee JS. Chemicals composition and antifungal activity of plant essential oils against Malassezia furfur. Kor J Microbiol Biotechnol 2010; 38(3):315-21.
57. Naghsh N, Doudi M, Nikbakht Z. Investigation between alcoholic extract and essential oil of Melissa officinalis L. new in growth inhibition of E. coli. Zahedan J Res Med Sci 2013; 15(8):42-5.
58. Canadanoviè-Burnet J, Cetkoviè G, Djilas S i wsp. Radical scavenging, antibacterial, and antiproliferative activities of Melissa officinalis L. extracts. J Med Food 2008; 11(1):133-43.
