© Borgis - Anestezjologia Intensywna Terapia 1/2003, s. 8-16
Alicja Pawińska1, Marek Migdał2, Wanda Kamińska1, Jan Patzer1, Rafał Błasiak2, Elżbieta Lech2, Tadeusz Szreter2, Danuta Dzierżanowska1
Wykorzystanie metod biologii molekularnej w ocenie związku pomiędzy endogenną florą bakteryjną, a rozwojem wentylacyjnego zapalenia płuc u pacjentów oddziału intensywnej terapii
Molecular biology for the assessment of the association between endogenous bacterial flora and the development of ventilation pneumonia in intensive therapy unit patients
1Zakład Mikrobiologii Klinicznej, kierownik: prof. dr hab. med. D. Dzierżanowska
2Oddział Intensywnej Terapii, kierownik: prof. dr hab. med. T. Szreter
Instytut „Pomnik-Centrum Zdrowia Dziecka” w Warszawie
Streszczenie
Cel pracy. Ocena związku pomiędzy endogenną florą pacjenta, a patogenezą wentylacyjnego zapalenia płuc (VAP).
Metodyka. Badaniem objęto 43 dzieci, które przebywały w oddziale intensywnej terapii w 2000 r. i wymagały leczenia oddechem zastępczym przez co najmniej 7 dni. W dniu przyjęcia do oddziału oraz po każdym kolejnym dniu hospitalizacji u pacjentów wykonywano posiewy popłuczyn pęcherzykowo-oskrzelowych, wymazu z gardła oraz wymazu z odbytu. Szczepy bakteryjne były typowane przy zastosowaniu elektroforezy w zmiennym polu elektrycznym (PFGE).
Wyniki. Spośród 45 pacjentów u 15 w dniu przyjęcia uzyskano dodatni wynik posiewu popłuczyn pęcherzykowo--oskrzelowych. Z posiewu popłuczyn wyhodowano: Klebsiella pneumoniae [4], Pseudomonas aeruginosa [3], MRSA [2], Streptococcus viridans [1], Staphylococcus epidermidis [1], Acinetobacter baumanii [1], Serratia marcescens [1], Enterobacter cloacae [1], Candida sp. [1]. Spośród 28 pacjentów, u których wynik badania popłuczyn pęcherzykowo--oskrzelowych w dniu przyjęcia był ujemny, u 15 wystąpiło zapalenia płuc w czasie hospitalizacji. Z popłuczyn pęcherzykowo-oskrzelowych izolowano u nich: Pseudomonas aeruginosa [6], Klebsiella pneumoniae [3], Enterobacter cloacae [3], Stenotrophomonas maltophilia [3], Serratia marcescens [2], MRSA [1]. W dwóch przypadkach z posiewu materiału wyhodowano po dwa drobnoustroje. W grupie 15 chorych, u których wystąpiło szpitalne zapalenie płuc, w 12 przypadkach drobnoustroje, będące czynnikiem etiologicznym zakażenia, izolowano także z innych materiałów: u 9 pacjentów – z popłuczyn pęcherzykowo-oskrzelowych, z gardła i z odbytu, u 2 pacjentów – z popłuczyn pęcherzykowo-oskrzelowych i z gardła, a u 1 pacjenta – z popłuczyn pęcherzykowo-oskrzelowych i z odbytu.
Wnioski. Typowanie PFGE wykazało istnienie związku pomiędzy florą endogenną pacjentów leczonych w oddziale intensywnej terapii, a występowaniem wentylacyjnego zapalenia płuc.
Summary
Background. The aim of the study was an assessment of the relation between a patient´s endogenous flora and the pathogenesis of ventilation-acquired pneumonia (VAP).
Method: The study included 43 ICU children requiring artificial ventilation for at least seven days. On the day of admission, and at the end of every following day cultures of bronchoalveolar lavage (BAL), throat swabs, and anal swabs were done. Bacterial strains were typed using electrophoresis in an alternating electric field (PFGE).
Results. In 15 cases positive BAL results were obtained on the day of admission. The following bacteria were found: Klebsiella pneumoniae [4], Pseudomonas aeruginosa [3], MRSA [2], Streptococcus viridans [1], Staphylococcus epidermidis [1], Acinetobacter baumanii [1], Serratia marcescens [1], Enterobacter cloacae [1], Candida sp. [1]. Out of 28 BAL-negative patients, 15 developed pneumonia during hospitalisation. Their BAL cultures revealed: Pseudomonas aeruginosa [6], Klebsiella pneumoniae [3], Enterobacter cloacae [3], Stentotrophomonas maltophilia [3], Serratia marcescens [2], MRSA [1]. In two cases two micro-organisms were cultured. Among 15 nosocomial pneumonia patients, in 12 cases micro-organisms that were the aetiological factors of the infections were also isolated from other materials. In nine patients, from BAL, throat and anal swabs, in two from BAL and throat swabs, and in one from BAL and anal swabs. Genetic typing showed that only one case had the aetiological factor of VAP [Klebsiella pneumoniae] in the pharyngeal mucosa on the day of admission. In the remaining cases the VAP aetiological factors included hospital flora.
Conclusions. PFGE typing demonstrated a correlation between the endogenous flora of patients treated in the intensive therapy department and the occurrence of ventilation-acquired pneumonia.
Zapalenie płuc należy do najcięższych postaci zakażeń szpitalnych, obarczonych wysoką śmiertelnością, która wynosi od 0,5 do 2% u chorych w oddziałach internistycznych i sięga 50% przypadków w oddziałach intensywnej opieki medycznej [1, 2, 3, 4, 5, 6]. Wystąpienie zapalenia płuc u pacjentów leczonych oddechem zastępczym określane jest mianem respiratoropochodnego zapalenia płuc (VAP). Czynnikami, które sprzyjają rozwojowi VAP są: przewlekła niewydolność oddechowa, długotrwała hospitalizacja, kolonizacja dróg oddechowych oporną na antybiotyki florą szpitalną, urazy klatki piersiowej lub operacje na klatce piersiowej i nadbrzuszu, obecność chorób podstawowych, takich jak choroby sercowo-naczyniowe, dystrofia mięśniowa [3, 4, 7, 8]. Ryzyko wystąpienia VAP rośnie o 1% z każdym dniem leczenia oddechem zastępczym i jest najwyższe w pierwszych 10 dniach sztucznej wentylacji [3]. Stosowanie w leczeniu wspomagającym związków obniżających kwasowość soku żołądkowego sprzyja kolonizacji błony śluzowej przez pałeczki Gram-ujemne i aspiracji treści jelitowej do płuc [2, 3, 4]. Czynnikami etiologicznymi szpitalnych zapaleń płuc są w większości przypadków pałeczki Gram-ujemne, takie jak Pseudomonas, Acinetobacter, Enterobacter, Klebsiella [3, 9]. Ciężki przebieg zakażenia i wysoka śmiertelność są m.in. konsekwencją wysokiej oporności na antybiotyki drobnoustrojów wywołujących VAP [8, 9]. Wystąpienie zapalenia płuc jest często poprzedzone kolonizacją górnych dróg oddechowych drobnoustrojami potencjalnie patogennymi [9, 10]. W następstwie stosowania antybiotyków o szerokim spektrum aktywności, fizjologiczna flora błon śluzowych jest zastępowana florą szpitalną [1, 2, 4, 9].
Zapalenie płuc jest rozpoznawane na podstawie charakterystycznych objawów klinicznych. Należą do nich m.in.: gorączka, odkrztuszanie ropnej plwociny, postępujące nacieczenie płuc. Rozpoznanie zakażenia jest utrudnione u chorych cierpiących na przewlekłą niewydolność oddechową, długotrwale leczonych oddechem zastępczym. Istotne znaczenie w rozpoznaniu ma bakteriologiczna i histopatologiczna ocena materiału pobranego z dolnych dróg oddechowych [4, 9]. Rodzaj i sposób pobierania materiału diagnostycznego, a także interpretacja wyniku posiewu, wciąż są przedmiotem dyskusji [1, 4, 5]. Ponieważ w czasie pobierania istnieje ryzyko zanieczyszczenia próbki florą jamy ustnej, zalecane jest stosowanie takich technik pobierania materiału, które pozwolą na wykonanie ilościowego badania bakteriologicznego [1, 4]. Możliwe jest wówczas odróżnienie faktycznego zakażenia od zanieczyszczenia próbki. Materiałem często przysyłanym do badań bakteriologicznych jest treść odessana z tchawicy [1, 4, 8]. Ocena wyniku posiewu może być trudna, jeżeli materiał został pobrany przez rurkę intubacyjną skolonizowaną przez bakterie. Interpretacja wyniku możliwa jest wyłącznie przy ilościowym posiewie wydzieliny. Wyhodowanie 105 cfu ml-1 (liczba komórek bakterii w 1 ml materiału) przyjmuje się za wynik dodatni [1, 8]. Czułość i specyficzność metody oceniana jest na 70-85%. Pobieranie materiału w czasie bronchoskopii metodą płukania pęcherzykowo-oskrzelowego (BAL) lub przy pomocy szczoteczki (PBS) uznane jest za metodę najmniej obciążoną ryzykiem wprowadzenia zanieczyszczenia do próbki [10]. Wynik interpretowany jest jako dodatni przy wyhodowaniu> 103 bakterii z 1 ml materiału [1, 8]. Wysoko oceniana jest czułość i specyficzność badania (75-90%).
Bronchoskopia jest techniką inwazyjną i nie zawsze może być stosowana w rutynowej diagnostyce. Coraz szerszą akceptację zyskuje niebronchoskopowa technika pobierania popłuczyn pęcherzykowo-oskrzelowych [1]. Wprowadzanie soli fizjologicznej do płuc i odsysanie popłuczyn odbywa się przez cewnik wprowadzany do dolnych dróg oddechowych przez rurkę dotchawiczą. Ryzyko zanieczyszczenia materiału jest w tej metodzie wyższe niż przy technice bronchoskopowej, dlatego przyjmowane są inne kryteria interpretacji wyniku (ł 104 cfu ml-1).
Szpitalne zapalenie płuc może być wywołane przez bakterie, które były obecne na błonach śluzowych górnych dróg oddechowych przed przyjęciem do szpitala lub którymi pacjent skolonizował się w czasie hospitalizacji [9, 11, 12]. W pierwszym przypadku zakażenie określane jest jako pierwotnie endogenne, natomiast w drugim – jako wtórnie endogenne. Wykrywanie potencjalnie patogennych drobnoustrojów w fazie kolonizacji pozwala zapobiec powikłaniom infekcyjnym lub odpowiednio wcześnie zastosować właściwy antybiotyk, jeżeli dojdzie do rozwoju zakażenia [9, 11, 12]. U chorego, u którego w czasie pobytu w szpitalu rozwinęło się VAP, identyfikacja czynnika etiologicznego i konfrontacja z drobnoustrojami wcześniej od niego izolowanymi pozwalają sklasyfikować zakażenie jako pierwotnie lub wtórnie endogenne. Do oceny podobieństwa szczepów izolowanych z różnych materiałów od tego samego pacjenta stosowane jest typowanie genetyczne. Miernikiem stopnia pokrewieństwa drobnoustrojów jest podobieństwo chromosomalnego DNA [13]. Metodą najczęściej wykorzystywaną dla celów epidemiologicznych jest elektroforeza w zmiennym polu elektrycznym (PFGE). Umożliwia ona ocenę całych genomów bakteryjnych oraz przeprowadzenie analizy porównawczej od kilkunastu do kilkudziesięciu szczepów w czasie jednego badania.
Celem naszej pracy była próba oceny udziału endogennej flory bakteryjnej w rozwoju wentylacyjnego zapalenia płuc u pacjentów oddziału intensywnej opieki medycznej przy zastosowaniu typowania genetycznego metodą elektroforezy w zmiennym polu elektrycznym.
MATERIAŁ I METODY
Badaniem zostały objęte dzieci, wymagające leczenia oddechem zastępczym przez co najmniej 7 dni. Gromadzone były dane dotyczące wieku pacjentów, płci, choroby podstawowej, powodu przyjęcia do szpitala, czasu hospitalizacji, antybiotyków jakie pacjent otrzymywał w dniu przyjęcia (ryc. 1).
Nr historii choroby
Data
BADANIE BAKTERIOLOGICZNE „E”
Oddział Intensywnej Terapii
Imię i nazwisko
Wiek
Rozpoznanie kliniczne
Jakie otrzymuje antybiotyki
Czas pobrania materiału:
a) badanie w dniu przyjęcia
b) po kolejnym tygodniu hospitalizacji
Rodzaj materiału (podkreślić)
a) wymaz z gardła
b) BAL-f
c) wymaz z okolicy okołoodbytniczej
Lekarz kierujący
Uwagi
Ryc. 1. Skierowanie na badanie bakteriologiczne
Do badań bakteriologicznych flory kolonizującej przewód pokarmowy i górne drogi oddechowe pobierane były następujące materiały: wymaz z gardła, popłuczyny pęcherzykowo-oskrzelowe, wymaz z okolicy okołoodbytniczej. Badania wykonywane były w dniu przyjęcia chorego do oddziału oraz po każdym następnym tygodniu hospitalizacji.
Bakteriologiczne badanie popłuczyn pęcherzykowo-oskrzelowych
Popłuczyny pęcherzykowo-oskrzelowe pobierane były metodą niebronchoskopową do jałowych pojemników (Uno Plast, Skamex). Materiał przed badaniem poddawany był homogenizacji (przez 30 minut) przy użyciu preparatu Mistabron, który dodawano do próbki w ilości od 3 do 5 kropli (w zależności od objętości pobranego materiału). Następnie wykonywany był posiew ilościowy. W tym celu materiał wysiewany był w ilości po 100 mcl na podłoża bakteriologiczne umożliwiające izolację bakterii tlenowych (agar krwawy, AK) oraz grzybów (podłoże Sabourauda). Po posiewie płytki z podłożem AK inkubowano w temperaturze 37°C przez 48 godzin, zaś płytki z podłożem Sabourauda inkubowano w temperaturze 30°C przez 10 dni. Wyrosłe na podłożach kolonie były zliczane i podawano ostateczną liczbę bakterii w 1 ml próbki (cfu ml-1). Jako wynik dodatni przyjęto obecność ł 104 cfu w 1 ml materiału.
Identyfikacja fenotypowa drobnoustrojów
Wszystkie drobnoustroje, wyizolowane z materiałów pobranych od chorych, były identyfikowane do gatunku przy użyciu systemu API (BioMerieux, Francja). Wrażliwość na antybiotyki oznaczana była metodą dyfuzyjno-krążkową wg NCCLS [14].
Kolekcjonowanie i przechowywanie szczepów bakteryjnych do dalszych analiz
Drobnoustroje, wyizolowane od pacjentów w dniu przyjęcia oraz w czasie hospitalizacji, były kolekcjonowane celem wykonywania dalszych analiz. Bakterie zawieszane były w bulionie tryptozowo-sojowym z dodatkiem 20% glicerolu i zamrażane w -70°C. Przed użyciem do typowania genetycznego szczepy były odmrażane i dwukrotnie pasażowane na podłożu AK.
Typowanie genetyczne
Typowanie genetyczne prowadzone było metodą elektroforezy w zmiennym polu elektrycznym (PFGE) przy użyciu aparatu CHEF DRII (BioRad).
Chromosomalne DNA drobnoustrojów izolowane było w bloczkach agarozowych. Komórki bakteryjne były pobierane z płynnych hodowli całonocnych i zatapiane w bloczkach agarozowych, a następnie poddawane lizie (końcowo: lizozym 0,8 mg ml-1) i proteolizie (końcowo: proteinaza K 200 mg ml-1). Po odpłukaniu roztworów litycznych DNA w bloczkach poddawane było trawieniu restrykcyjnemu. Trawienie poszczególnych rodzajów pałeczek Gram-ujemnych prowadzone było przy zastosowaniu odpowiednich enzymów restrykcyjnych: Xba I – dla Enterobacter i Klebsiella, Dra I – dla Pseudomonas. Zastosowano następujące warunki rozdziału:
- Klebsiella: blok I: 20s/50s przez 12 godzin, blok II: 5s/17s przez 17 godzin: w temperaturze 12°C przy napięciu 5V/cm.
- Enterobacter: 5s/50s przez 25 godzin, w temperaturze 12°C przy napięciu 5V/cm.
- Pseudomonas: 4s/40s przez 20 godzin, w temperaturze 12°C przy napięciu 5,4V/cm.
Stopień pokrewieństwa izolatów w obrębie żelu określany był zgodnie z sugestiami Tenover [13].
WYNIKI
Charakterystyka pacjentów
Do badań zakwalifikowanych zostało 43 dzieci. Wiek pacjentów wynosił od 0 do 15 lat, w tym 22 (51%) dzieci nie przekroczyło miesiąca życia, a 33 (77%) pacjentów stanowiły niemowlęta (tab. I). Z innego oddziału przyjęto 37% pacjentów, zaś z innego szpitala – 53% pacjentów. Spośród pacjentów objętych badaniem 10% przyjętych było spoza środowiska szpitalnego. Najczęściej występującą chorobą podstawową była wada serca, a co 5 pacjent wymagał intensywnej opieki z powodu wcześniactwa (tab. II). W dniu przyjęcia do oddziału aż 40 (93%) pacjentów było leczonych antybiotykami: 20 – otrzymywało 2 antybiotyki, 5 – 3 antybiotyki i 14 – 1 antybiotyk (tab. III). Czas leczenia oddechem zastępczym wynosił od 8 dni do 2 miesięcy – średnio 33 dni w grupie dzieci, które rozwinęły zapalenie płuc i 14 dni w grupie dzieci, u których nie wystąpiło zakażenie. Spośród 43 dzieci objętych badaniem – u 15 (35%) rozpoznano (klinicznie i bakteriologicznie) zapalenie płuc w dniu przyjęcia do oddziału, w 13 (30%) przypadkach u pacjentów nie odnotowano klinicznych i bakteriologicznych symptomów zakażenia dolnych dróg oddechowych przez cały czas pobytu na oddziale. Natomiast u 15 (35%) chorych, u których w dniu przyjęcia z popłuczyn pęcherzykowo-oskrzelowych nie wyhodowano drobnoustrojów, w czasie hospitalizacji wystąpiło zapalenie płuc. Częstość występowania wentylacyjnego zapalenia płuc rosła wraz z czasem trwania leczenia oddechem zastępczym (ryc. 2). Najwięcej przypadków zachorowań odnotowano w pierwszych dwóch tygodniach hospitalizacji. Zapalenie płuc występowało u 19% pacjentów po 10 dniach leczenia, u 26% pacjentów po 20 dniach leczenia, a po 30 dniach – u 35% pacjentów.
Tabela I. Wiek pacjentów objętych badaniem
| Podział pacjentów na grupy w zależności od wystąpienia zapalenia płuc | Grupy wiekowe |
| < 1 miesiąca | 1 mies. - 1 rok | 1 rok - 2 lata | > 2 lat |
| Pacjenci przyjęci z zapaleniem płuc | 10 | 3 | - | 2 |
| Pacjenci, którzy rozwinęli zapalenie płuc w czasie hospitalizacji | 10 | 3 | - | 2 |
| Pacjenci bez zapalenia płuc przez cały okres hospitalizacji | 2 | 5 | 2 | 4 |
| Łącznie n = 43 | 22 (51%) | 11 (26%) | 2 (5%) | 8 (18%) |
Tabela II. Choroba podstawowa u pacjentów objętych badaniem (n = liczba pacjentów)
| Choroba podstawowa | Pacjenci przyjęci z zapaleniem płuc | Pacjenci, którzy rozwinęli zapalenie płuc w czasie hospitalizacji | Pacjenci bez zapalenia płuc przez cały okres hospitalizacji | Łącznie |
| Wada serca | 6 | 4 | 5 | 15 |
| Wcześniactwo | 2 | 6 | 1 | 9 |
| Stan po urazie komunikacyjnym | 1 | - | 2 | 3 |
| Uszkodzenie OUN | 2 | - | 1 | 3 |
| Stan po wytrzewieniu | 1 | 2 | - | 3 |
| Wielowadzie | 1 | 1 | - | 2 |
| Zapalenie płuc z niewydolnością oddechową | 2 | - | - | 2 |
| Choroba nowotworowa | - | - | 2 | 2 |
| Cholestaza o nieznanej etiologii | - | - | 1 | 1 |
| Choroba syropu klonowego | - | 1 | - | 1 |
| Zapalenie rdzenia kręgowego | - | 1 | - | 1 |
| Stan po zachłyśnięciu | - | - | 1 | 1 |
Tabela III. Antybiotyki, które pacjenci otrzymywali w dniu przyjęcia na oddział
| Nazwa antybiotyku | Ilość zastosowań antybiotyku |
| netilmycyna | 17 |
| imipenem/cilastatyna | 8 |
| amoksycylina/kwas klawulanowy | 8 |
| wankomycyna | 6 |
| cefuroksym | 5 |
| ceftazydym | 4 |
| kotrimoksazol | 3 |
| cefotaksym | 3 |
| metronidazol | 3 |
| ceftriakson | 2 |
| ciprofloksacyna | 2 |
| piperacylina | 2 |
| amikacyna | 2 |
| cefepim | 1 |
| klarytromycyna | 1 |
| erytromycyna | 1 |
| klindamycyna | 1 |
Ryc. 2. Częstość występowania zapaleń płuc w kolejnych dniach leczenia oddechem zastępczym
Wyniki badań bakteriologicznych
Z popłuczyn pęcherzykowo-oskrzelowych od pacjentów przyjętych z zapaleniem płuc (15 dzieci) wyhodowano: Klebsiella pneumoniae [4], Pseudomonas aeruginosa [3], MRSA [2], Streptococcus viridans [1], Enterobacter cloacae [1], Staphylococcus koagulazo-ujemny [1], Acinetobacter baumanii [1], Serratia marcescens [1], Candida sp. [1]. Natomiast u 15 chorych, u których wystąpiło zapalenia płuc w czasie hospitalizacji wyhodowano: Pseudomonas aeruginosa [6], Klebsiella pneumoniae [3], Enterobacter cloacae [3], Stenotrophomonas maltophilia [2], Serratia marcescens [2], MRSA [1]. W dwóch przypadkach z posiewu materiału hodowano po dwa drobnoustroje.
Powyżej zamieściliśmy fragment artykułu, do którego możesz uzyskać pełny dostęp.
Mam kod dostępu
- Aby uzyskać płatny dostęp do pełnej treści powyższego artykułu albo wszystkich artykułów (w zależności od wybranej opcji), należy wprowadzić kod.
- Wprowadzając kod, akceptują Państwo treść Regulaminu oraz potwierdzają zapoznanie się z nim.
- Aby kupić kod proszę skorzystać z jednej z poniższych opcji.
Opcja #1
29 zł
Wybieram
- dostęp do tego artykułu
- dostęp na 7 dni
uzyskany kod musi być wprowadzony na stronie artykułu, do którego został wykupiony
Opcja #2
69 zł
Wybieram
- dostęp do tego i pozostałych ponad 7000 artykułów
- dostęp na 30 dni
- najpopularniejsza opcja
Opcja #3
129 zł
Wybieram
- dostęp do tego i pozostałych ponad 7000 artykułów
- dostęp na 90 dni
- oszczędzasz 78 zł
Piśmiennictwo
1. Flanagan PG:Diagnosis of ventilator-associated pneumonia. J Hosp Infect 1999; 41: 87-99.
2. Kollef MH:The prevention of ventilator-associated pneumonia. New Engl J Med 1999; 340: 627-634.
3. Nieuwenhoven CA, Bergmans D, Bonten M: Ventilator--associated pneumonia: risk factors and patient mortality. Hosp Med 1999; 60: 558-562.
4. Lode HM, Schoberg T, Raffenberg M, Mauch H: Nosocomial pneumonia in the critical care unit. Crit Care Clin 1998; 14: 119-133.
5. CDC: Guidelines for Prevention of Nosocomial Pneumonia. MMWR 1997; 46: 1-79.
6. Takano Y:Prognostic factors on nosocomial pneumonia in general wards: a prospective multivariate analysis in Japan. Respir Med 2002; 96: 18-23.
7. Ibrahim EH, Wards S, Sherman G, Schaiff R, Fraser VJ, Kollef MH:Experience with a clinical guideline for the treatment of ventilator-associated pneumonia. Crit Care Med 2001; 29: 1109-1115.
8. Sintchenko V, Iredell JR, Gilbert GL: Antibiotic therapy of ventilator-associated pneumonia – a reappraisal of rationale in the era of bacterial resistance. Intern J Antimicrob Ag 2001; 18: 223-229.
9. Silvestri L, Monti Bragadin C, Milanese M, Gregori D, Consales C, Gullo A, van Saene HK:Are most ICU infections really nosocomial? A prospective observational cohort study in mechanically ventilated patients. J Hosp Infect 1999; 42: 125-133.
10. Vanhems PI, Lepape A, Savey A, Jaubou P, Fabry J: Nosocomial pulmonary infection by antimicrobial-resistant bacteria of patients hospitalised in intensive care units: risk factors and survival. J Hosp Infect 2000; 45: 98-106.
11. Saene FHK, Damjanovic V, Alcock SR: Basics in microbiology for the patient requiring intensive care. Curr Anaesth Crit Care 2001; 12: 6.
12. Bouletreau A, Dettenkofer M, Forster DH, Babikir R, Hauer T, Schullgen G, Daschner FD:Comparison of effectiveness and required time of two surveillance methods in intensive care unit. J Hosp Infect 1999; 41: 281-289.
13. Tenover FC, Arbeit RD, Goering RV, Mickelsen PA, Murray BE, Persing DH, Swaminathan B:Interpreting chromosomal DNA restrictrion patterns produced by pulsed-field gel electrophoresis: criteria for bacterial strain typing. J Clin Microbiol 1995; 33: 2233-2239.
14. NCCLS. Methods for dilution for antimicrobial susceptibility testing. Supplemental tables, M 100-S; in: Wayne PA: National Committee for Clinical Laboratory Standards, 2001.
15. Vincent JL, Bihari DJ, Suter MP: The prevalence of nosocomial infection in intensive care units in Europe. JAMA 1995; 23/30: 639-644.
16. Iregui MG, Kollef MH: Ventilator-associated pneumonia complicating the acute respiratory distress syndrom. Respir Crit Care Med 2001; 22: 317-325.
17. Richardson CJ, Rodriguez LJ: Identification of patients at highest risk for ventilator-associated pneumonia in the intensive care unit. Am J Surg 2000; 79, Suppl. 2A: 8-11.
18. Papierkowski A: Choroby wieku rozwojowego. PZWL 1982.
19. Ibrahim EH, Tracy L, Hill C: The occurrence of ventilator-associated pneumonia in a community hospital. Chest 2001; 120: 555-561.
20. Rello J, Jubert P, Valles J, Artigas A, Rue M, Niederman MS: Evaluation of outcome for intubated patients with pneumonia due to Pseudomonas aeruginosa. Clin Infect Dis 1996; 23: 973-978.
