1. mitogenezę (zwiększenie liczby komórek naprawczych),
2. angiogenezę (wspomaganie rozwoju nowych naczyń kapilarnych),
3. regulację działania innych czynników wzrostu i komórek (promowanie funkcji fibro- i osteoblastów, różnicowanie komórek, przyspieszenie efektów działania GF na inne komórki np. makrofagi).
PDGF występuje w ziarnistościach płytek krwi. Jedno z najwyższych stężeń PDGF i TGF β wynoszące ok. 50 ng/mL stwierdzono właśnie w trombocytach. Wykazano, że co najmniej 0,06 ng PDGF występuje na milion płytek (2, 4, 15, 28), co daje 6 x 10–17 g PDGF, w pojedynczej płytce. Wartości te wskazują na możliwość wspomagania gojenia ran i regeneracji kości poprzez zagęszczenie płytek w ranie np. przez zastosowanie PRP (osocza bogatego w płytki). Efekty działania występują wtedy, gdy molekuła PDGF połączy się ze swoistym receptorem na błonie komórkowej (23). Aktywuje to ekspresję genów odpowiedzialnych za mitozę, angiogenezę i pobudzenie makrofagów, które oczyszczają rany. Spontaniczne uszkodzenie alfa receptorów dla PDGF powoduje znaczne zaburzenia w embriogenezie, między innymi, kości czaszki twarzowej i kręgosłupa, co potwierdza rolę PDGF w embriogenezie szkieletu. Natomiast zastosowanie PDGF i TGF β w miejscu uszkodzeń tkankowych stymuluje gojenie się kości, ozębnej i skóry (12, 25).
TGF β – transformujący czynnik wzrostu β (transforming growth factor)
TGF-β to termin przyjęty dla nadrodziny czynników wzrostu i różnicowania, wśród których znajdują się także BMPs. Wśród TGF-β obecnych w PRP stwierdzono TGF β1 i β2, które są podstawowymi czynnikami wzrostu i różnicowania zaangażowanymi w gojenie tkanki łącznej i regenerację kości (8, 27).
TGF β1 i β2 są glikoproteinami o masie cząsteczkowej zbliżonej do 25 kd. Podobnie jak PDGF są one produkowane przez trombocyty, ale spotyka się je również w makrofagach, osteoblastach i innych komórkach.
TGF β1 i β2 uwolnione przez degranulację płytek lub aktywnie wydzielane przez makrofagi działają jako parakrynny czynnik wzrostu (tzn. czynnik wzrostu wydzielany przez jedną komórkę wywołuje wpływ na sąsiednią komórkę) (23) na fibroblasty, niezróżnicowane komórki szpiku, preosteoblasty. Ponadto, każda z tych docelowych komórek również ma zdolność do syntezy i wydzielania własnego TGF β, który działa para- i autokrynnie (tzn. bezpośrednio na komórkę go wydzielającą). W związku z tym TGF β staje się czynnikiem wzrostu, który nie tylko inicjuje regenerację kości, ale może również podtrzymywać długotrwałe gojenie i regenerację kości, w tym również przebudowę dojrzewającego przeszczepu kości.
Jednak najważniejszą funkcją TGF β1 i β2 wydaje się być chemotaksja i mitogeneza prekursorów osteoblastów, oraz zdolność do stymulowania odkładania kolagenu w procesie gojenia tkanki łącznej i tworzenia kości. Ponadto, czynnik ten hamuje powstawanie osteoklastów i resorpcję kości, co przyczynia się do przewagi tworzenia kości nad jej resorpcją (3).
IGF-I – insulinopodobny czynnik wzrostu (insuline like growth factor)
Uważa się, że czynniki wzrostu IGF-I (somatomedyna-C) i IGF-II funkcjonują jako czynniki wzrostu wydzielane przez osteoblasty w procesie formowania kości co prowadzi do zwiększenia liczby osteoblastów i przyspieszenia odkładania kości (5). Obydwa IGFs są małymi glikoproteinami o masie cząsteczkowej odpowiednio 7,7 kd i 7,5 kd z których każdy łączy się ze swoistym receptorem na błonie komórkowej, a końcowym efektem przyłączenia IGFs jest mitogeneza komórek odpowiedzialnych za tworzenie kości.
IGFs są także zdeponowane w macierzy kości; gdy dochodzi do postępującej resorpcji kości, IGFs są uwalniane w celu połączenia procesów tworzenia i resorpcji kości. Przypuszcza się, iż obecność IGFs w płytkach działa na osteoblasty i ich prekursory - komórki zdolne do inicjacji osteogenezy. IGFs działają nie tylko jako czynnik mitogenny dla komórek linii
osteoblastów, a także jako stymulator tworzenia kości przez już zróżnicowane osteoblasty. Jest mało prawdopodobne, by IGFs były odpowiedzialne za różnicowanie komórek w trakcie powstawania kości, jak czynią to np. BMPs.
Metodyka
Metoda zaproponowana przez Marxa i Lyncha (19) zakłada sortowanie i izolację płytek. Za pomocą urządzenia (Compact Advanced Platelet Sequestration System) CAPSS możliwe jest uzyskanie 15 ml osocza bogatego w płytki ze 150 ml pobranej krwi obwodowej. Stosowane urządzenia (separatory komórkowe), dzielące krew poprzez wirowanie, izolują pożądaną frakcję, w tym przypadku płytki krwi, dzięki różnicom gęstości poszczególnych składników krwi, a pozostałe elementy morfotyczne są zwrotnie przetaczane pacjentowi. Pozwala to na otrzymanie kilkudziesięciu ml masy płytkowej w krótkim czasie. Po zagęszczeniu płytek krwi na drodze wirowania uzyskuje się ok. 15 ml osocza bogatego w trombocyty. Tak przygotowane osocze i przechowywane w temp. pokojowej należy wykorzystać w zabiegach rekonstrukcyjnych w chirurgii w ciągu 4 dni po izolacji. Do tak przygotowanej masy płytkowej dodanie trombiny i jonów wapnia, powoduje aktywowanie płytek, które uwalniają z α ziarnistości czynniki PDGF i TGF β. Trombina i jony wapniowe biorą udział w powstaniu konglomeratu o konsytencji żelu na skutek przejścia fibrynogenu w fibrynę, który może być wykorzystany w zabiegach wszczepiania autogennej lub allogennej kości i/lub jej substytutów.
Upraszczając, wykorzystanie tak przygotowanego PRP (osocza bogatego w płytki) ma na celu wzmocnienie i przyspieszenie efektów działania czynników wzrostu (GF) zawartych w płytkach, które są zawsze uniwersalnymi inicjatorami procesów gojenia niemalże każdej rany. Wykazujące przewagę nad wszystkimi naturalnymi sposobami i procesami gojenia, autogenne PRP jest nietoksyczne i nieimmunizujące, zawierające znane i jeszcze niezidentyfikowane czynniki wzrostu występujące w płytkach krwi i przyspiesza procesy gojenia ran.
PRP moduluje również i reguluje funkcje kolejno działających czynników wzrostu w procesie tworzenia i dojrzewania tkanek. Działanie naturalnych czynników wzrostu zawartych w masie płytkowej różni się od rekombinowanych tym, że zawarte w niej czynniki wzrostu działają w określonej sekwencji i na zasadzie sprzężeń zwrotnych wpływają na procesy proliferacji i różnicowania komórek, podczas gdy pojedynczy rekombinowany czynnik wzrostu działa na jeden określony proces odnowy, i nie może funkcjonować prawidłowo w gojącej się ranie z powodu mniejszej, ograniczonej i nie wspomaganej aktywności współtowarzyszących czynników.
Otrzymywanie PRP – osocze bogate w płytki krwi (platelet rich plasma)
Osocze bogatopłytkowe PRP uzyskuje się z krwi autogennej wykorzystując aparat do separacji komórek krwi metodą tromboferezy.
Autorzy użyli aparatu Cobe Spectra (firmy Gambro), który pozwala na oddzielenie i skoncentrowanie płytek w czasie zabiegu bez wpływu na przebieg i tempo przeprowadzanych zabiegów chirurgicznych.
Przeszkolona i doświadczona pielęgniarka pozyskuje PRP w ciągu 40 min. Separator pobiera ok. 400-450 ml krwi pacjenta przez cewnik wprowadzony do żyły głównej (tempo przepływu krwi wynosi 50 ml na minutę przy prędkości wirowania 5600 obr/min). W chwili pobrania do krwi dodawany jest cytrynian w stosunku 1:5, który wiążąc jony wapnia działa przeciwzakrzepowo. Krew po odwirowaniu w wirówce separatora jest podzielona na trzy podstawowe składniki w zależności od ich gęstości w kolejności od najmniej do najbardziej gęstych: osocze niskopłytkowe PPP, następnie bogatopłytkowe PRP, najgęstsza jest warstwa zawierająca erytrocyty RBC. Składnik PPP to osocze bezkomórkowe stanowiące ok. 200 ml, które powraca do pacjenta podobnie jak zagęszczone czerwone krwinki RBC. PRP zawierają fibrynogen i czynniki krzepnięcia a powstanie fibryny dostarcza naturalnej matrycy niezbędnej dla gojenia się uszkodzonych tkanek.
Procedury kliniczne PRP
Zastosowanie PRP w zabiegach regeneracji tkanki kostnej wymaga zainicjowania procesu koagulacji poprzez zastosowanie 1 ml mieszaniny 10% chlorku wapnia i 10 000 jednostek trombiny oraz 6 ml PRP. Protokół zastosowania PRP z tych wskazań wymaga użycia indywidualnej 10 ml strzykawki do każdego mieszania.
Żel PRP powstały w wyniku tych zabiegów stosowany samodzielnie lub zmieszany np. z minerałem Bio-Oss jest aplikowany w miejsce ubytku tkankowego. Każda porcja żelu przygotowywana (mieszana) jest tuż przed aplikacją. Dodatkowe porcje mieszanki umieszczane na powierzchni przeszczepu działają jak klej, który spaja luźną gąbczastą tkankę kostną i szpik pomagając w ukształtowaniu przeszczepu. Sieć fibrynowa stanowi nośnik dla osteokondukcji w przeszczepie po zainicjowaniu procesu osteogenezy.
Rola czynników wzrostu (GF) w regeneracji kości
Przeszczep kości uzupełniający przerwanie ciągłości żuchwy, czy zastosowany np. w operacji podnoszenia dna zatoki lub zabiegach podwyższania wyrostka zębodołowego, jest umiejscawiany w martwej przestrzeni wypełnionej skrzepem krwi. Przestrzeń ta cechuje się niskim utlenowaniem (hipoksja- PO2 5-10 mmHg), niskim pH (4-6), zawiera płytki, leukocyty, czerwone krwinki, siatkę fibryny otaczającą przeniesione osteocyty, śródkostne osteoblasty i niezróżnicowane komórki macierzyste szpiku (bone marrow stem cells) (12, 14).
Niezróżnicowane komórki szpiku pochodzące z przeszczepu – podstawowe komórki odpowiedzialne za regenerację kości, w warunkach prawidłowych występują w małych ilościach (ok. 1:250 000 komórek strukturalnych w wieku 35 lat) (7). Znajdujące się tuż obok rany kostnej tkanki są prawidłowo utlenowane (PO2 45-55 mmHg) w fizjologiczym pH (pH 7,42) i zawierają populację komórek strukturalnych, niezróżnicowanych komórek o wysokim potencjale naprawczym ( również w małych ilościach), i przecięte kapilary ze skrzepami i obnażonymi komórkami śródbłonka (5).
To złożone środowisko, uproszczone w tym przykładzie jest wytworem milionów lat ewolucji. Zapoczątkowuje, podtrzymuje i wspomaga proces odbudowy kości po urazie.
Współcześnie, naprawa kości może być przyspieszana i modyfikowana poprzez zastosowanie przeszczepów wspomaganych użyciem czynników wzrostu zawartych w PRP.
Stymulowanie aktywności komórkowej
Powyżej zamieściliśmy fragment artykułu, do którego możesz uzyskać pełny dostęp.
Mam kod dostępu
- Aby uzyskać płatny dostęp do pełnej treści powyższego artykułu albo wszystkich artykułów (w zależności od wybranej opcji), należy wprowadzić kod.
- Wprowadzając kod, akceptują Państwo treść Regulaminu oraz potwierdzają zapoznanie się z nim.
- Aby kupić kod proszę skorzystać z jednej z poniższych opcji.
Opcja #1
29 zł
Wybieram
- dostęp do tego artykułu
- dostęp na 7 dni
uzyskany kod musi być wprowadzony na stronie artykułu, do którego został wykupiony
Opcja #2
69 zł
Wybieram
- dostęp do tego i pozostałych ponad 7000 artykułów
- dostęp na 30 dni
- najpopularniejsza opcja
Opcja #3
129 zł
Wybieram
- dostęp do tego i pozostałych ponad 7000 artykułów
- dostęp na 90 dni
- oszczędzasz 78 zł
Piśmiennictwo
1. Antonaides H.N.: Human platelet derived growth factor (PDGF): Purification of PDGF-I and PDGF-II and separation of their reduced sub-units. Proct. Natl. Acad. Sci. USA 1981, 78:7314-7317. 2. Antonaides H.N., Williams L.T.: Human platelet derived growth factor: Structure and functions. Fed Proc 1983, 42:2630-2634. 3. Beck L.S., et al.: One systemic administration of transforming growth factor– beta, reverses age or glucocorticoid-impaired wound healing. J Clin Invest 1993, 93:2841-2849. 4. Bowen-Pope D.F. et al.: Production of platelet derived growth factor like molecules reduced expression of platelet derived growth factor receptors accompany transformation by a wide spectrum of agents. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 1984, 81:2396-2400. 5. Canalis E. et al.: Insuline-like growth factor I mediates selective anabolic effects of parathyroid hormone in bone cultures. J. Clin. Invest. 1989, 83: 60-65. 6. Caplan A.I.: Bone development and repair. Bioesseys 1987, 6:171-175. 7. Caplan A.I.: Mesenchymal stem cells. J. Orthop. Res. 1991, 9:641-650. 8. Celeste A.J. et al.: Identification of transforming growth factor beta to family members present in bone-inductive protein purified bovine bone. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 1990, 87:9843-9847. 9. Davies J.C. et al.: Compromised soft tissue wounds: Correction of wound hypoxia. In: Hunt TK (ed). Problem Wounds: The role of Oxygen. New York: Elsevier, 1988, 143-152. 10. Delmas P.D., Malaval L.: The proteins of bone. Physiology and Pharmacology of Bone. Berlin: Springer 1993:673-724. 11. Dequeker J.: Bone structure and function. Rheumatology. St Louis: Mosby, 1994, 7-9. 12. Greenlagh D.G.: The role of growth factors in wound healing. J. Trauma 1996, 41: 159-167. 13. Hunt T.K. et al.: Defences of the wound. Surgical Infectious Disease. New York: Appelton-Lange. 14. Hussain M.Z. et al.: Wound micro-environment. Wound Healing: Biochemical and Clinical Aspects. Philadelphia: Saunders, 1991, 162-196. 15. Johnson A. et al.: The C-sis gene encodes a precursor of the B chain of platelet gerived growth factor. Embryol. J. 1984, 921-928. 16. Johnson K. et al.: Oxygen as an isolated variable influences resistance to infection. Ann. Surg. 1988, 208:783-787. 17. Knighton D. et al.: Regulation of wound healing angiogenesis. Effect of oxygen gradients and inspired oxygen concentration. Surgery 1981, 90:262-270. 18. Knighton D.R.: Regulation of repair: Hypoxic control of macrophage mediated angiogenesis. Soft and hard tissue repair. New York Praeger, 1984, 41-49. 19. Lynch S. et al.: Tissue Engineering aplications in maxillofacial surgery and periodontitis. Quintessence Pub. Co. Inc. Chicago 1999. 20. Marx R.E.: Radiation injury to tissue. In: Kindwall ER. Hyperbaric Medicine Practice. Flagstaff,AZ: Best Publishing Company, 1994:447-504. 21. Marx R.E.: Platelet-rich plasma:Growth factor enhancement for bone grafts. Oral Surg Oral Med. Oral Pathol 1998, 85:638-646. 22. Marx R.E.: Clinical applications of bone biology to mandibular and maxillary reconstruction. Clin. Plast. Surg. 1994, 21:377-392. 23. Miyazano K. Et al.: Receptors for transforming growth factor beta. Adv Immunol 19944, 55:181-220. 24. Mohan S., Baylink D.J.: Bone growth factors. Clin Orthop Relat Res 1991, 263:30-43. 25. Mustoe T.A.: Reversal of impaired wound healing in irradiated rats by platelet derived growth factor-BB: Requirement of an active bone marrow. Am J Surg 1989, 158:348-350. 26. Pierce G.F.et al.: PDGF-BB, TGF-beta 1, and basic FGF i dermal wound healing: Neo-vessel and matrix formation and cessation of repair. Am. J. Pathol 1992, 140:1375-1388. 27. Roberts A.B., Spron M.B.: Physiologic actions and clinical applications of transforming growth factor beta (TGF-beta). Growth Factors 1993, 8:1-9. 28. Ross R. Et al.: The biology of platelet-derived growth factor. Cell 1986, 46:155-169. 29. Singh J.P. et al.: Phylogenetic analysis of platelet derived growth factor by radio-receptor assay. J. Cell. Biol., 1982, 95:667-671. 30. Wergedal J.E. et al.: Skeletal growth factor and other factors known to be present in bone matrix stimulate proliferation and protein synthesis in human bone cells. J. Bone Miner. Res. 1990, 5:179-186.
