© Borgis - Nowa Stomatologia 4/2011, s. 175-178
*Marcin Aleksiński, Izabela Strużycka
Wybrane metody pomiaru pH biofilmu bakteryjnego
Selected methods of bacterial biofilm pH measurement
Zakład Stomatologii Zachowawczej Instytutu Stomatologii Warszawskiego Uniwersytetu Medycznego
Kierownik Zakładu: prof. dr hab. n. med. Elżbieta Jodkowska
Summary
Dental plaque consists of many different microorganisms which are depended of one another and it has been recognized as a microbial biofilm. Scientific studies have been carried out for many years in order to explain how metabolism of bacterias in dental plaque changes when it is exposed to different chemical complexes and groceries. Changes of pH reflect the intensity of metabolic action in dental plaque.
The aim of this study was to describe selected methods which are used to examine changes of dental plaque. Three basic methods were presented: Sampling, Microtouch, Telemetric as well as recently introduced for such study like: Ion-Sensitive Field Effect Transistor, microsensoric, pH-stat system. It was also described a strip method which is the cheapest and the simplest way to measure changes of plaque pH. It is nowadays compared to other methods which need specialistic equipment.
The studies in which the methods mentioned above are used enable to reliable assess the influence of different chemical complexes on changes of pH of dental plaque. The outcomes make possible to assess, amongst others, cariogenicity of different food supplies or anticaries action of different products used in prophylaxis (chewing gums, rinses, chlorhexidin, essential oil, triclosan etc.).
The results of influence of different food supplies and pharmacological products on pH changes in bacterial biofilm also give important information on caries etiopathogenesis. It improves our knowledge not only in the field of caries prevention, but also non caries tooth lesions.
Płytka nazębna ma strukturę biofilmu. Składa się z bakterii, które zmieniają się w zależności od stopnia dojrzałości płytki i pozostają ze sobą w skomplikowanych zależnościach. Badania wykazują, że w skład płytki nazębnej wchodzi ponad 146 rodzajów drobnoustrojów (1). Adhezja do powierzchni twardych tkanek zęba, sąsiedztwo różnych gatunków bakterii, obecność substancji pozakomórkowej w układzie wielokomórkowym oraz heterogenna struktura i działanie pozwalają na homeostazę biofilmu nawet w trudnych warunkach środowiskowych, takich jak brak lub nadmiar substratu czy obecność preparatów bakteriobójczych (2). Drobnoustroje metabolizują węglowodany, w wyniku czego powstają kwasy karboksylowe, takie jak mlekowy, octowy czy propionowy. Kwasy te mają zdolność demineralizacji twardych tkanek zęba, powodując w konsekwencji próchnicę zębów. Metabolizm płytki nazębnej zależy od rodzaju, składu, konsystencji spożywanego pokarmu i częstości spożywania posiłków oraz osobniczego potencjału kwasotwórczego płytki (3).
W przeszłości skuteczność preparatów zapobiegających próchnicy, modyfikujących metabolizm drobnoustrojów biofilmu, badano na modelach bez udziału bakterii (4) lub z drobnoustrojami w stadium planktonowym (5). Postęp metod i technik badawczych, który nastąpił w ostatnim czasie, umożliwia ocenę wpływu różnych środków i produktów na procesy metaboliczne zachodzące w biofilmie. Aby określić wpływ danego preparatu na płytkę nazębną, wykonuje się między innymi pomiary pH. Pierwsze badania tego typu były prowadzone przez Stephana (1944 rok), który stworzył krzywą zmian pH płytki nazębnej po obciążeniu sacharozą oraz ustalił pH krytyczne płytki nazębnej, czyli wartość pH, poniżej której szkliwo zaczyna się rozpuszczać. Obecnie istnieje szereg metod badania pH płytki nazębnej. Najchętniej stosowane bywają trzy podstawowe metody badania pH biofilmu bakteryjnego: Sampling, Microtouch, Telemetric (6).
W metodzie Sampling (pobieranie próbek) płytka jest zeskrobywana z powierzchni zębów przy pomocy plastikowego paska lub ekskawatora. Następnie, po odpowiednim opracowaniu, badana przy pomocy mikroelektrody (ang. plaque sampling and ex vivo measurement) (7). Stężenia poszczególnych kwasów (mlekowy, octowy, propionowy) mierzone są metodą elektroforezy po odpowiednim rozcieńczeniu. Warunkiem zastosowania tej metody jest dobór pacjentów, którzy są w stanie wytworzyć co najmniej 3 mg płytki nazębnej w okresie jej akumulacji. Zaleca się, aby czas akumulacji trwał około 48 godzin (8). Przez ten czas pacjent powstrzymuje się od zabiegów higienicznych w zakresie higieny jamy ustnej. Wahania pH, jakie powoduje dany produkt żywnościowy, mogą być również analizowane poprzez pomiar zmian w stymulowanej ślinie. Po zebraniu śliny jest ona dzielona na kilka porcji, w zależności od ilości badanych produktów, następnie produkty dodawane są do poszczególnych porcji śliny, po czym badane jest pH przy pomocy specjalnej sondy, w określonych odstępach czasu (9). Przy użyciu tej metody badano wiele produktów spożywczych, jak również wpływ gumy do żucia zawierającej różne składniki na metabolizm płytki nazębnej (10). Wadą tej metody jest brak możliwości uzyskania warunków panujących w jamie ustnej. Zaletą jest skrócenie do minimum uczestnictwa pacjenta w procesie pomiarów, ponieważ proces pobierania materiału trwa krótko i jest stosunkowo prosty.
Obserwacje zmian pH płytki mogą być także prowadzone dynamicznie wewnątrz jamy ustnej przy pomocy drugiej z wymienionych metod (ang. Microtouch electrode). Na wstępie ustala się moment wyjściowy pomiaru pH płytki, w dalszej kolejności pacjent płucze jamę ustną sacharozą, po czym mierzone jest pH płytki nazębnej znajdującej się bezpośrednio na powierzchniach zębów. Pomiaru zwykle dokonuje się po 2, 5, 10, 15, 20, 30, 40, 50 i 60 minutach (9, 11, 12). Pomiar wykonywany jest przy pomocy mikroelektrody połączonej z elektrodą referencyjną znajdującą się w naczyniu z roztworem 3M KCl wraz z palcem pacjenta. Jest to tzw. mostek solny. Istotna jest kalibracja układu pomiarowego, co wykonywane jest zwykle przed każdym odczytem przy pomocy roztworów standardowych o pH 7,00 oraz 4,01. Kalibracja jest operacją czasochłonną, ponieważ mikroelektroda jest bardzo czuła. Moment rozpoczęcia pomiaru, czyli ustalenia wartości wyjściowej pH, może nastąpić w różnym czasie od zastosowania preparatu mającego wpłynąć na metabolizm płytki nazębnej. W wypadku badania różnego typu płukanek wartość wyjściową określano na 90 minut po zastosowaniu poszczególnych badanych roztworów (11). Pomiar ten można wykonywać, sprawdzając działanie danego roztworu bezpośrednio po obciążeniu glukozą. W ten sposób badano skuteczność roztworu zawierającego mocznik (3). Sześć minut po płukaniu jamy ustnej sacharozą lub sorbitolem pacjent płukał ją ponownie roztworem mocznika. Pomiar wykonywany był od 3. do 27. minuty po płukaniu, co 4 minuty.
Wadą zastosowania mikroelektrod, w tym przypadku Beetrode, jest brak możliwości sterylizacji w autoklawie. Zgodnie z zaleceniami producenta urządzenie to właściwie nie powinno być stosowane w badaniach in vivo u ludzi. W cytowanych powyżej badaniach (3) elektroda dezynfekowana była 50% roztworem etanolu i przyporządkowana do danego pacjenta, co generuje dodatkowo wysokie koszty badań.
Powyżej zamieściliśmy fragment artykułu, do którego możesz uzyskać pełny dostęp.
Mam kod dostępu
- Aby uzyskać płatny dostęp do pełnej treści powyższego artykułu albo wszystkich artykułów (w zależności od wybranej opcji), należy wprowadzić kod.
- Wprowadzając kod, akceptują Państwo treść Regulaminu oraz potwierdzają zapoznanie się z nim.
- Aby kupić kod proszę skorzystać z jednej z poniższych opcji.
Opcja #1
29 zł
Wybieram
- dostęp do tego artykułu
- dostęp na 7 dni
uzyskany kod musi być wprowadzony na stronie artykułu, do którego został wykupiony
Opcja #2
69 zł
Wybieram
- dostęp do tego i pozostałych ponad 7000 artykułów
- dostęp na 30 dni
- najpopularniejsza opcja
Opcja #3
129 zł
Wybieram
- dostęp do tego i pozostałych ponad 7000 artykułów
- dostęp na 90 dni
- oszczędzasz 78 zł
Piśmiennictwo
1. Matsuyama J, Sato T, Hoshino E et al.: Fermentation of Five Sucrose Isomers by Human Dental Plaque Bacteria. Caries Res 2003; 37: 410-415. 2. Zaura E, Ten Cate JM: Dental Plaque as a Biofilm: A Pilot Study of the Effects of Nutrients on Plaque pH and Dentin Demineralization. Caries Res 2004; 38 (suppl. 1): 9-15. 3. Smith CA, Higham SM, Smith PW, Verran J: The Effect of Chewing Urea-Containing Gum on Plaque Acidogenic and Alkaligenic and Alkaligenic Parameters. Caries Res 2004; 38: 124-129. 4. Exterkate RAM, Damen JJM, Ten Cate JM: A Single-section Model for Enamel De- and Remineralization Studies. 1. The Effects of Different Ca/P Ratios in Remineralization Solutions. J Dent Res 1993; 72: 1599-1603. 5. Jarvinen H, Tenovuo J, Huovinen P: In Vitro Susceptibility of Streptococcus mutans to Chlorhexidine and Six Other Antimicrobial Agents. Antimicrobial Agents and Chemotherapy 1993; 37: 1158-1159. 6. Lingström P, Imfeld T, Birkhed D: Comparison of Three Different Methods for Measurement of Plaque-pH in Humans after Consumption of Soft Bread and Potato Chips. J Dent Res 1993; 72: 865-870. 7. Vogel GL, Zhang Z, Chow LC, Schumacher GE: Changes in lactate and other ions in plaque and saliva after a fluoride rinse and Subsequent Sucrose Administration. Caries Res 2002; 36: 44-52. 8. Zhang JZ, Harper DS, Vogel GL, Schumacher G: Effect of an Essential Oil Mouthrinse, with and without Fluoride, on Plaque Metabolic Acid Production and pH after a Sucrose Challenge. Caries Res 2004; 38: 537-541. 9. Rebelo Vieira JM, Rebelo MAB, Cury JA: Evaluation of the cariogenic potential of cassava flours from the Amazonian Region. Caries Res 2002; 36: 417-422. 10. Dawes C, Dibdin GH: Salivary concentrations of urea released from a chewing gum containing urea and how these affect the urea content of gel-stabilized plaques and their pH after exposure to sucrose. Caries Res 2001; 35: 344-353. 11. Giertsen E: Effects of Mouthrinses with Triclosan, Zinc Ions, Copolymer, and Sodium Lauryl Sulphate Combined with Fluoride on Acid Formation by Dental Plaque in vivo. Caries Res 2004; 38: 430-435. 12. Aranibar Quiroz EM, Lingstrom P, Birkhed D: Influence of short-term sucrose exposure on plaque acidogenicity and cariogenic microflora in individuals with different levels of Mutans Streptococci. Caries Res 2003; 37: 51-57. 13. Hata S, Mayanagi H: Cariogenic potential of lactosylfractoside as determined by acidogenicity of oral Streptococci in vitro and human dental plaque in situ. Caries Res 2001; 35: 338-343. 14. Svensater G, Borgstrom M, Bowden GHW, Edwardsson S: The Acid-Tolerant Microbiota Associated with Plaque from Initial Caries and Healthy Tooth Surfaces. Caries Res 2003; 37: 395-403. 15. de Soet JJ, Nyvad B, Kilian M: Strain-related acid production by oral streptococci. Caries Res 2000; 34: 486-490. 16. Zaura E, Buijs MJ, Ten Cate JM: The effects of the solubility of artificial fissures on plaque pH. J Den Res 2002; 81: 567-571. 17. Carlén A, Hassan H, Lingström P: The ‘Strip Method’: A Simple Method for Plaque pH Assessment. Caries Res 2010; 44: 341-344. 18. Lingstrom P, van Houte J, Kashket S: Food Starches and Dental Caries. CROBM 2000; 11: 366-380.
