© Borgis - Postępy Fitoterapii 1/2013, s. 3-7
*Anna Kędzia1, Marta Ziółkowska-Klinkosz1, Anna Wojtaszek-Słomińska2, Andrzej W. Kędzia3, Aida Kusiak4, Adam Włodarkiewicz5
Działanie in vitro olejku kminkowego (Oleum Carvi) wobec bakterii beztlenowych
Activity in vitro of Caraway oil (Oleum carvi) against anaerobic bacteria
1Zakład Mikrobiologii Jamy Ustnej, Katedra Mikrobiologii, Gdański Uniwersytet Medyczny
Kierownik Zakładu: dr hab. Anna Kędzia, prof. nadzw.
2Zakład Ortodoncji, Gdański Uniwersytet Medyczny
Kierownik Zakładu: dr hab. Anna Wojtaszek-Słomińska
3Klinika Diabetologii i Otyłości Wieku Rozwojowego, Katedra Auksologii Klinicznej i Pielęgniarstwa Pediatrycznego, Uniwersytet Medyczny im. Karola Marcinkowskiego w Poznaniu
Kierownik Kliniki: dr hab. Andrzej Kędzia
4Katedra i Zakład Periodontologii i Chorób Błony Śluzowej Jamy Ustnej, Gdański Uniwersytet Medyczny
Kierownik Katedry: dr hab. Aida Kusiak
5Katedra i Klinika Chirurgii Szczękowo-Twarzowej i Stomatologicznej, Gdański Uniwersytet Medyczny
Kierownik Katedry: prof. dr hab. Adam Włodarkiewicz
Summary
The sensitivity to caraway oil 66 strains of anaerobic bacteria isolated from patients with infections of oral cavity were tested. Investigation was carried out using the plate dilution technique in Brucella agar supplemented with 5% defibrynated sheep blood, menadione and hemin. Incubation was performed during 48 hours in anaerobic jar at 37°C in presence of 10% C02, 10% H2 and 80% N2, palladic catalyst and anaerobic indicator. The MIC was interpreted as the lowest concentrations of the essential oil inhibiting the growth of anaerobes. The results indicated that the rods from Gram-negative anaerobes, the strains belonging to the genus of Tannerella forsythia and Bacteroides uniformis were the most sensitive to essential oil (MIC 0.6-< 0.25 mg/ml). The remaining strains from the genera of Prevotella, Porphyromonas, Fusobacterium, Bacteroides and Parabacteroides were less sensitive (MIC 0.25- ≥ 2.0 mg/ml). From among Gram-positive anaerobic bacteria the most sensitive were the strains of rods from the genera of Actinomyces (MIC ≤ 0.06-0.5 mg/ml) and cocci from the genera of Peptostreptococcus (MIC ≤ 0.06-1.0 mg/ml). The results indicated that Gram-positive cocci were the more sensitive to tested oil than rods (MIC ≤ 0.06-0.25 mg/ml, susceptible 53% and 36% strains respectively). It appears that Gram-positive anaerobic bacteria are generally more susceptible to caraway oil that Gram-negative anaerobic strains
Kminek zwyczajny (Carum carvi) z rodziny selerowatych (Apiaceae) jest zaliczany do najstarszych roślin znanych w Starożytnej Grecji i Rzymie. Od dawna był stosowany w lecznictwie ludowym w Europie Północnej i Środkowej, Iranie, Rosji, Afryce Północnej, Ameryce Północnej oraz Indonezji. W Polsce roślina ta rośnie na łąkach, przy drogach, a także pochodzi z upraw. W lecznictwie wykorzystywany jest owoc kminku (Carvi Fructus) oraz olejek eteryczny. Olejek kminkowy otrzymywany jest przez destylację z parą wodną rozdrobnionych owoców. Jest cieczą bezbarwną lub koloru żółtego o charakterystycznym korzennym smaku. Zarówno ilość uzyskiwanego olejku (2-7%), jak i jego skład, uzależnione są od miejsca (kraju) pochodzenia surowca (1).
Do głównych składników olejku kminkowego zaliczany jest karwon, limonen cis-karweol i α-pinen. Ponadto zawiera on β-myrcen, dihydrokarwon, dihydrokarweol, eugenol, germakren oraz alkohole i ich estry. Adams (1) za najważniejsze związki występujące w olejku kminkowym pochodzącym z prowincji Qinghai w Chinach uznał (R)-karwon (51,6%) i D-limonen (38,2%). Te same związki dominowały w składzie olejku pochodzącego z Europy oraz Ameryki Północnej (2-7). W innych badaniach przeprowadzonych w Korei, Lee i wsp. (8) wykorzystując metodę chromatografii gazowej udowodnili, że głównymi składnikami olejku są: limonen (51,07%), γ-terpinen (14,29%) i terpinolen (11,32%). Natomiast w olejku kminkowym pochodzącym z Iranu, Jalali-Heravi i wsp. (9) wykazali jako główne związki: α-terpinen (24,40%), 2-metylo-3-fenylo-propanal (13,20 %) oraz 2,4 (10)-tujaden (14,02%), a Razzaghi-Abyaneh i wsp. (10) kuminaldehyd (22,08%) i γ-terpinen (17,86%). Jeszcze inne składniki zostały wymienione jako główne w olejku pochodzącyn z Bangladeszu (11). Wśród nich dominowały takie związki, jak tymol (48,20%), o-cymen (19,29%) i γ-terpinen (17,61%) (11).
Dzięki różnym właściwościom zarówno owoce kminku, jak i olejek eteryczny, znalazły zastosowanie w lecznictwie. Olejek jest składnikiem wielu preparatów stosowanych w zaburzeniach przewodu pokarmowego. Działa rozkurczająco na mięśnie gładkie, szczególnie jelita grubego; zapobiega wzdęciom, reguluje perystaltykę jelit, zwiększa wydzielanie soku żołądkowego oraz żółci i pobudza łaknienie (7, 12-15). Działa też słabo moczopędnie, wykrztuśnie, zwiększa laktację oraz stymuluje pracę nadnerczy (7, 12, 13). Badania przeprowadzone przez Zhenga i wsp. (16) wskazują na właściwości przeciwnowotworowe niektórych składników olejku, w tym karwonu i limonenu. Ponadto wykazano, że olejek działa ochronnie na wątrobę oraz odznacza się aktywnością przeciwutleniającą (17-19). Olejek kminkowy jest także dodawany do niektórych leków w celu poprawy ich smaku i zapachu (jako corrigens).
Wyciągi z owoców kminku znajdują się w preparatach wieloskładnikowych, tj. syropy: Amarosol, Apinorm, Rhelax, w pastylkach Pectosy i Tabletkach przeciw niestrawności. Natomiast owoce kminku często są jednym ze składników różnych mieszanek ziołowych, takich jak Cholagoga III, Digestosan, Fito Mix VII fix, Fito Mix X fix, Gastrina, Bobonisan, Gastrovit, Hepatina, Neocholagoga III fix, Normosan, Normosan fix, Neonormosan, Pektosan, Neuroflos, Rektosan, Ziół poprawiających trawienie, Regulson, Regulavit i Hemoflos.
Z przeprowadzonych badań wynika, że toksyczność Oleum Carvi (LD50) podanego doustnie wynosi 3,5 mg/kg masy ciała, a po zastosowaniu na skórę – 1,78 ml/kg (20).
Od najdawniejszych czasów owoce kminku były używane jako przyprawa do potraw mięsnych, pasztetów, grochu, zup, sera, wyrobów piekarniczych oraz lodów (7-14). Dzięki swoim aromatycznym właściwościom olejek kminkowy jest wykorzystywany w przemyśle kosmetycznym do wyrobu płynów do płukania jamy ustnej, past do szczotkowania zębów, mydeł i perfum. Natomiast owoce kminku są używane w przemyśle spirytusowym do wytwarzania wódek (kminkówki) i likierów (alasz).
Ponadto olejek kminkowy wykazuje aktywność przeciwdrobnoustrojową, w tym przeciwbakteryjną (1, 3, 6, 11, 18-34) i przeciwgrzybiczą (6, 8, 11, 14, 19, 22, 23, 25, 26, 28, 32, 35). Wyniki badań wskazują przede wszystkim na działanie olejku wobec bakterii tlenowych. Brakuje danych dotyczących jego aktywności na bakterie rosnące w warunkach beztlenowych.
Cel pracy
Celem pracy była ocena działania olejku kminkowego na bakterie beztlenowe wyodrębnione z jamy ustnej.
Materiał i metody
Do badań wykorzystano bakterie beztlenowe, które zostały wyizolowane z materiałów pobranych od pacjentów z różnymi zakażeniami w obrębie jamy ustnej. Wyhodowane drobnoustroje beztlenowe były identyfikowane do gatunku zgodnie z obowiązującymi zasadami (36-38).
Badaniami wrażliwości objęto 66 szczepów bakterii beztlenowych, które należały do następujących rodzajów: Prevotella (11 szczepów), Porphyromonas (5), Tannerella (2), Fusobacterium (10), Bacteroides (10), Parabacteroides (2), Peptostreptococcus (6), Micromonas (3), Finegoldia (6), Actinomyces (4), Propionibacterium (6), Bifidobacterium (1) oraz 6 szczepów wzorcowych z gatunków: Prevotella levii ATCC 29147, Prevotella asaccharolytica ATCC 29743, Bacteroides fragilis ATCC 25285, Fusobacterium nucleatum ATCC 25586, Peptostreptococcus anaerobius ATCC 27337 i Propionibacterium acnes ATCC 11827.
Do badań wrażliwości (MIC) bakterii beztlenowych na olejek kminkowy (Semifarm) wykorzystano metodę seryjnych rozcieńczeń w agarze Brucella z dodatkiem menadionu, heminy i 5% odwłóknionej krwi baraniej (39). Olejek eteryczny (100 mg) najpierw był rozpuszczany w 1 ml DMSO (Serva), a następnie w jałowej wodzie destylowanej, w celu uzyskania następujących rozcieńczeń: 0,06, 0,12, 0,25, 0,5, 1,0 i 2,0 mg/ml. Inokulum zawierające 105 drobnoustrojów (CFU) na kroplę, nanoszono na powierzchnię agaru aparatem Steersa. Podłoże nie zawierające olejku stanowiło kontrolę wzrostu szczepów. Inkubację podłoży prowadzono w 37°C przez 48 godz. w anaerostatach zawierających mieszaninę gazów o składzie: 10% C02, 10% H2 i 80% N2, katalizator palladowy i wskaźnik beztlenowości. Za najmniejsze stężenie hamujące (MIC) uznano takie stężenie olejku kminkowego (w mg/ml), które powodowało całkowite zahamowanie wzrostu testowanych bakterii beztlenowych.
Wyniki badań i ich omówienie
Powyżej zamieściliśmy fragment artykułu, do którego możesz uzyskać pełny dostęp.
Mam kod dostępu
- Aby uzyskać płatny dostęp do pełnej treści powyższego artykułu albo wszystkich artykułów (w zależności od wybranej opcji), należy wprowadzić kod.
- Wprowadzając kod, akceptują Państwo treść Regulaminu oraz potwierdzają zapoznanie się z nim.
- Aby kupić kod proszę skorzystać z jednej z poniższych opcji.
Opcja #1
29 zł
Wybieram
- dostęp do tego artykułu
- dostęp na 7 dni
uzyskany kod musi być wprowadzony na stronie artykułu, do którego został wykupiony
Opcja #2
69 zł
Wybieram
- dostęp do tego i pozostałych ponad 7000 artykułów
- dostęp na 30 dni
- najpopularniejsza opcja
Opcja #3
129 zł
Wybieram
- dostęp do tego i pozostałych ponad 7000 artykułów
- dostęp na 90 dni
- oszczędzasz 78 zł
Piśmiennictwo
1. Di Pasqua R, De Feo V, Villiani F i wsp. In vitro antimicrobial activity of essential oils from Mediterranean Apiaceae, Verbenaceae and Lamiaceae against food borne pathogens and spoilage bacteria. Ann Microbiol 2005; 55(2):139-43. 2. Adams RP. Identification of essential oil components by gas chromatography/Quqdruple Mass Spectroscopy; Allured. Card Stream Il USA 2001. 3. Iacobellis NS, Lo Cantore P, Capasso F i wsp. Antimicrobial activity of Cuminum cyminum L. and Carum carvi L. essential oils. J Agric Food Chem 2005; 53(1):57-61. 4. Seidler-Łożykowska K, Barańska M, Barański R i wsp. Raman analysis of caraway. Food Chem 2010; 58:5271-5. 5. Kallio H, Kerrola K, Alhonmaki P. Carvone and limonene in caraway fruits (Carum carvi L.) analyzed by supercritical carbon dioxide extraction-gas chromatography. J Agric Food Chem 1994; 42:2478-85. 6. Simic A, Rancic A, Sokovic MD i wsp. Essential oil composition of Cymbopogon winterianus and Carum carvi and their antimicrobial activities. Pharma Biol 2008; 46(6):437-41. 7. Lagunez-Rivera L, Vilarem G, Solana-Gomez R i wsp. Water soluble fraction of caravaway (Carum carvi L.) essential oil. Biol Latinoam Caraibe Plant Aromat 2010; 9(6):495-500. 8. Lee J-H, Lee J-S. Chemical composition and antifungal activity of plant essential oils against Malassezia furfur. Kor J Microbiol Biotechnol 2010; 38(3):315-21. 9. Jalaki-Heravi M, Zekavat N, Sevashti H. Use of gas chromatography-mass spectrometry combined with resolution methods to characterize the essential oil components of Iranian cumin and caraway. J Chromatogr 2007; 11(43):215-24. 10. Razzaghi-Abyaneh M, Shams-Ghahfarokhi M, Rezaee MB i wsp. Chemical composition and antiaflatoxigenic activity of Carum carvi L., Thymus vulgaris and Citrus aurantifolia essential oils. Food Control 2009; 20:1018-24. 11. Begum J, Bhuiyan MNJ, Chowdhury JU i wsp. Antimicrobial activity of essential oil from seeds of Carum carvi and its composition. Bangladesh J Microbiol 2008; 25:85-9. 12. Sienkiewicz M, Denys A. Działanie terapeutyczne olejków eterycznych. Acta Clin Morphol 2008; 11(1):34-41. 13. Kędzia B. Olejki eteryczne i preparaty olejkowe w leczeniu chorób wewnętrznych. Wiad Ziel 2000; 1:6-8. 14. Skrinjar MM, Mandic AI, Misan AC i wsp. Effect of mint (Mentha piperita L.) and caraway (Carum carvi L.) on the growth of some toxigenic Aspergillus species and aflatoxin B1 production. Proc Nat Sci Matica Srpska Novi Sad 2009; 116:131-39. 15. John RK. Caminum cyminum and Carum carvi. An update. Pharmacogn Rev 2011; 5(9):63-72. 16. Zheng G, Kenney PM, Lam LKT. Anethofuran, carvone and limonene: potential cancer chemoprotective agents from dill weed oil and caraway oil. Planta Med 1992; 58:338-41. 17. Samojlik I, Lakic N, Mimica-Dukic N i wsp. Antioxidant and hepatoprotective potential of essential oils of coriander (Coriandrum sativum L.) and caravay (Carum carvi L.). J Agric Food Chem 2010; 58:8848-53. 18. Damasius J, Semaite M, Kirkilaite G i wsp. Antioxidant and antimicrobial properties (Carum carvi L.) and cumin (Cuminum cyminum L.) extracts. Veterin Zootechn 2007; 40(62):146-9. 19. De Martino L, De Feo V, Fratianni F i wsp. Chemistry, antioxidant, antibacterial and antifungal activities of volatile oils and their components. Nat Prod Commun 2009; 4(12):1741-50. 20. Lis A. Olejek kminkowy. Aromaterapia 2004; 1(35):5-11. 21. Inoue S, Yamaguchi H, Takizawa T. Screening of the antibacterial effects of a variety of essential oils on respiratory tract pathogens, using a modified dilution assay method. J Infect Chemother 2001; 7:251-4. 22. Janssen AM, Chin NKJ, Scheffer JJC i wsp. Screening of antimicrobial activity of some essential oils by the agar overly technique. Pharm Weekbl Sci 1986; 8:289-2. 23. Yousef RT, Tawil GG. Antimicrobial activity of volatile oils. Pharmazie 1980; 35(11):698-701. 24. Kalemba D, Kunicka A. Antibacterial and antifungal properties of essential oils. Curr Med Chem 2003; 10:813-29. 25. Morris JA, Khettry A, Seitz EW. Antimicrobial activity of aroma chemicals and essential oils. J Am Oil Chem Sci 1979; 56:595-603. 26. Cowan MM. Plant products as antimicrobial agents. Clin Microbiol Rev 1999; 12(4):564-82. 27. Lo Cantore P, De Marco A, Senatore F. Antibacterial activity of Coriandrum sativum L. and Foeniculum vulgare Miller var. essential oils. J Agric Food Chem 2004; 52(26):142-6. 28. Kędzia B, Hołderna-Kędzia E. Badanie wpływu olejków eterycznych na bakterie, grzyby i dermatofity chorobotwórcze dla człowieka. Post Fitoter 2007; 2:71-7. 29. Shan B, Cai Y-Z, Brooks JD i wsp. The in vitro antimicrobial activity of dietary spice and medicinal herb extracts. Int J Food Microbiol 2007; 117:112-9. 30. Mabrouk MJ. Synergistic and antibacterial activity of six medicinal plant used in folklore medicine in Egypt against E. coli 0157; H7. J Appl Sci Res 2012; 8(2):1321-7. 31. Deb Roy S, Thakur S, Negi A i wsp. In vitro antibiotic activity of volatile oils of Carum carvi and Coriandrum sativum. Int J Chem Anal Sci 2010; 1(7):149-50. 32. Gupta A, Dubey M, Parmar M i wsp. Evaluation of antimicrobial activity of Carum carvi (seeds) extracts against E.coli and Aspergillus niger. Drug Invention Today 2011; 3(9):211-3. 33. Mohsenzaden M. Evaluation of antibacterial activity of selected Iranian essential oils against Staphylococcus aureus and Escherichia coli in Nutrient Broth Medium Pak. J Biol Sci 2007; 10(20):3693-7. 34. Maruzzella JC, Sicurella NA. Antibacterial activity of essentials oil vapours. J Am Pharm Assoc 1960; 49:592-4. 35. Pauli A. Anticandidal low molecular compounds from higher plants with special reference to compounds from essential oils. Med Res Rev 2006; 26(2):263-8. 36. Holdeman LV, Cato EP, Moore WEC. Anaerobe Laboratory Manual, V.P.I. Blacksburg. 4th ed. Baltimore 1977. 37. Kałowski M, Kędzia A. Nieprzetrwalnikujące drobnoustroje beztlenowe. [W:] Diagnostyka mikrobiologiczna w medycynie (Kędzia W. red.) PZWL, Warszawa 1990. 38. Forbes BA, Sahn DF, Weissfeld AS. Bailey and Scott’s Diagnostic Microbiology. 12th ed. Mosby, St. Louis 2001. 39. National Committee for Clinical Laboratory Standards. NCCLS M11-A6: Method for antimicrobial susceptibility testing of anaerobic bacteria: approved standard, 6th ed. Wayne 2004.
