Mukowiscydoza (ang. cystic fibrosis – CF) jest jedną z najczęstszych chorób dziedzicznych rasy białej. Spowodowana jest defektem genu CFTR, kodującego białko przezbłonowe CFTR (ang. cystic fibrosis transmembrane conductance regulator), będące kanałem chlorkowym odpowiedzialnym za transport chloru i sodu przez błony komórek nabłonkowych. Nieprawidłowe funkcjonowanie białka wynikające z braku lub niskiego poziomu ekspresji genu prowadzi do zaburzeń równowagi elektrolitowej, zmniejszenia zolowej warstwy płynu okołorzęskowego i upośledzenia klirensu śluzowo-rzęskowego. Efektem tych zaburzeń jest produkcja nadmiernie lepkiego i gęstego śluzu, którego zaleganie sprzyja kolonizacji bakterii i tworzeniu biofilmu utrudniającego dostęp komórek fagocytujących i leków do miejsca zakażenia (1-4). Chorzy na mukowiscydozę już od wczesnego dzieciństwa narażeni są na nawracające i przewlekłe infekcje bakteryjne w układzie oddechowym o różnej etiologii bakteryjnej, w wyniku których dochodzi do powolnego, ale stałego odoskrzelowego niszczenia tkanki płucnej (5-7). Przed erą antybiotykową dzieci chore na mukowiscydozę umierały w pierwszym roku życia. Postęp, jaki dokonał się w medycynie, znacznie poprawił jakość i długość życia chorych. W 1986 roku tylko 29,2% stanowili chorzy ≥ 18. roku życia, natomiast w 2012 roku dorośli chorzy stanowili 49,1%. Według danych Cystic Fibrosis Fundation w Stanach Zjednoczonych w ciągu dwóch ostatnich dekad średnia prognozowana długość życia chorych wzrosła o prawie 10 lat, od wieku 31,3 roku w 2002 roku do 41,1 w 2012 roku (8-10).

W wielu badaniach stwierdzono, że etiologia zakażeń bakteryjnych zależna jest od wieku chorego (5-7). W pierwszej dekadzie życia u chorych ma mukowiscydozę infekcje wywołują przede wszystkim Staphylococcus aureus i Haemophilus influenzae, które uszkadzając nabłonek, ułatwiają kolonizację innym drobnoustrojom. Wraz z rozwojem choroby, od dorosłych chorych z dróg oddechowych izolowane są głównie pałeczki Pseudomonas aeruginosa, rzadziej Burkholderia cepacia complex (Bcc), Stenotrophomonas maltophilia, Achromobacter xylosoxidans, Burkholderia gladioli, Ralstonia spp., Cupriavidus spp., Inguilinus spp., Herbaspiryllum spp. i Pandoraea spp. (5, 11-13). W grupie chorych na mukowiscydozę pomimo intensywnej antybiotykoterapii, niektórych drobnoustrojów takich jak P. aeruginosa, Bcc i A. xylosoxidans nie udaje się całkowicie eradykować, ich obecność prowadzi do zaostrzeń płucnych i częstszych hospitalizacji (14-18).

Wśród potencjalnych patogenów u chorych na mukowiscydozę wymienia się również prątki niegruźlicze (ang. mycobacterium other than tuberculosis – MOTT), zwane także atypowymi. W tej grupie chorych MOTT izoluje się z częstością 4-28%. Zróżnicowanie gatunkowe prątków wydaje się zmieniać w zależności od rozmieszczenia geograficznego. W Stanach Zjednoczonych dominują gatunki Mycobacterium avium complex, Mycobacterium kansasii oraz Mycobacterium abscessus, w Europie zaś M. abscessus (19-22).

Drobnoustroje związane z zakażeniami układu oddechowego uznawane są za genetycznie i fenotypowo różnorodne. Analiza mikrobiomu dróg oddechowych osób palących, niepalących, chorych na ciężką postać POChP oraz chorych na mukowiscydozę dowodzi, że liczebność bakterii jest największa w mukowiscydozie, przy jednoczesnej najmniejszej różnorodności flory bakteryjnej. Z badań tych wynika, że z powodu długotrwałej koegzystencji dwóch lub więcej gatunków zasiedlających drogi oddechowe chorych dochodzi do ich zmienności fenotypowej. Interakcje międzybakteryjne, w tym również wymiana informacji genetycznej, mogą mieć wpływ na różnice fenotypowe drobnoustrojów i ich wrażliwość na leki (21-23).

Szczególne znaczenie kliniczne w tej grupie chorych przypisuje się zakażeniom wywoływanym przez P. aeruginosa. Zakażenia pałeczką stwierdza się u większości dorosłych chorych (80%). Zmiany fenotypowe P. aeruginosa podczas przewlekłego zakażenia, jakie towarzyszy mukowiscydozie, zostały dobrze poznane i udokumentowane (9, 10, 24, 25). W początkowej fazie choroby następuje kolonizacja dróg oddechowych szczepami bez otoczki śluzowej, a wraz z postępem choroby obserwuje się konwersję do szczepów śluzowych. Fenotyp śluzowy związany jest ze wzmożonym wydzielaniem egzokomórkowego polisacharydu i jest czynnikiem pogłębiającym uszkodzenia oskrzeli i płuc.

Mimo stosowanej profilaktyki i leczenia antybiotykami prawie nigdy nie udaję się eradykować z dróg oddechowych chorych na mukowiscydozę szczepów z gatunku Staphylococcus aureus. Obecność gronkowca złocistego w drogach oddechowych chorych oceniana jest na 30-50%. Chorzy mogą ulegać kolonizacji lub zakażeniu zarówno metycylinowrażliwymi (MSSA), jak i metycylinoopornymi (MRSA) szczepami S. aureus (3, 6-9).

Wśród ważnych czynników etiologicznych zakażeń w mukowiscydozie wymienia się liczne gatunki pałeczek z rodzaju Burkholderia (dawniej Pseudomonas), w tym B. gladioli oraz Burkholderia cepacia complex. Badania molekularne wykazały, że Burkholderia cepacia complex jest kompleksem kilku gatunków, niewykazujących żadnych różnic fenotypowych. Obecnie zidentyfikowano 17 ściśle powiązanych odmian genomowych występujących w materiałach od chorych na mukowiscydozę. Najczęściej stwierdzano szczepy z gatunku B. cenocepacia (50%), kolejno B. multivorans (35%), B. cepacia, B. stabilis i B. vietnamiensis. B. gladioli jest trzecim co do częstości gatunkiem Burkholderia wywołującym zakażenia w grupie chorych na mukowiscydozę w Stanach Zjednoczonych (15%). Chociaż częstość zakażeń Burkholderia w mukowiscydozie jest niewielka, to ich obecność w materiale od chorego uważa się za niekorzystny czynnik rokowniczy, związany z pogorszeniem funkcji płuc, wzrostem częstości hospitalizacji; jest również powodem dyskwalifikacji chorych do przeszczepienia płuc. Ponadto problem terapeutyczny stanowi naturalna i nabyta oporność pałeczek Burkholderia na wiele grup antybiotyków i chemioterapeutyków (penicyliny, imipenem, kolistyna, aminoglikozydy) (26, 27). Eradykacja pałeczek jest praktycznie niemożliwa ze względu na wysoką zdolność do przetrwania w komórkach nabłonkowych i makrofagach (26-28).

Diagnostyka mikrobiologiczna zakażeń dróg oddechowych chorych na mukowiscydozę jest trudna i stanowi wyzwanie dla laboratorium mikrobiologicznego (2, 3, 5). Leczenie zakażenia może być efektywne, jeżeli wybór antybiotyku jest skorelowany z wynikiem antybiogramu. Ocena lekooporności szczepów P. aeruginosa jest stale przedmiotem wielu kontrowersji. Wynika to z obecności różnych morfotypów kolonii i zróżnicowanej wrażliwości na antybiotyki w obrębie jednego genotypu szczepu wyizolowanego z materiału diagnostycznego (5, 25).

Duża złożoność i zmienność mikrobiomu dróg oddechowych u chorych na mukowiscydozę narzuca konieczność wykonywania badań mikrobiologicznych stanowiących podstawę rozpoznania i leczenia zakażeń chorych na mukowiscydozę. Stale wzrastający odsetek dorosłych chorych niesie ze sobą konieczność zapewnienia specjalistycznej opieki medycznej. Instytut Gruźlicy i Chorób Płuc jest jedną z nielicznych jednostek w Polsce zajmujących się leczeniem dorosłych chorych na mukowiscydozę.

Analizie poddano materiały od 92 chorych na mukowiscydozę, w wieku od 18 do 51 lat (57 kobiet i 39 mężczyzn), hospitalizowanych w I Klinice Chorób Płuc IGiChP i leczonych ambulatoryjnie w Przychodni Przyklinicznej IGiChP w okresie 1.01.2014-30.11.2014 roku. W analizowanym okresie od chorych pobrano 420 plwocin, z których wyizolowano 651 szczepów bakterii patogennych.

Szczepy identyfikowano rutynowymi metodami diagnostycznymi. Analizowano właściwości fenotypowe, cechy biochemiczne oraz oporność na leki badanych szczepów. Diagnostykę mikrobiologiczną przeprowadzono w oparciu o posiewy wykonane na podłożach stałych: Columbia blood agar, MacConkey agar, Mannitol-salt agar, Chocolate agar, CHROMagar MRSA i Burkholderia Cepacia Selective Agar. Przynależność gatunkową szczepów określano z wykorzystaniem systemu automatycznego Vitek 2 Compact oraz testów komercyjnych. Rozróżnienie typu śluzowego i nieśluzowego wykonywano na podstawie obserwacji makroskopowych kolonii P. aeruginosa na płytce z pożywką MacConkey agar. Lekooporność szczepów określano przy użyciu pasków z gradientem stężeń (MIC), metodą dyfuzyjno-krążkową wg Kirby-Bauera i z zastosowaniem systemu Vitek 2 Compact. Wyniki lekooporność interpretowano w oparciu o wytyczne EUCAST (European Comittee on Antimicrobial Susceptibility Testing) i rekomendacje Krajowego Ośrodka Referencyjnego ds. Lekowrażliwości Drobnoustrojów.

Od 28 (30,5%) chorych z materiału izolowano tylko jeden drobnoustrój, od 50 (54,3%) dwa, od 14 (15,2%) trzy i więcej drobnoustrojów (ryc. 1).