© Borgis - Postępy Fitoterapii 3/2016, s. 167-171
*Anna Kędzia1, Elżbieta Hołderna-Kędzia2
Wrażliwość grzybów drożdżopodobnych na Aromatol
The susceptibility of yeastlike fungi to Aromatol
1Emerytowany profesor Gdańskiego Uniwersytetu Medycznego
2Instytut Włókien Naturalnych i Roślin Zielarskich w Poznaniu
Dyrektor Instytutu: Wojciech Maksymiuk
Streszczenie
Wstęp. Grzyby drożdżopodobne są najczęściej izolowane z jamy ustnej zarówno osób zdrowych, jak i chorych (30-65% przypadków). Dominującym jest gatunek Candida albicans. Inne grzyby też mogą być przyczyną kandydozy, w tym: C. glabrata, C. guilliermondii, C. tropicalis, C. krusei, C. parapsilosis i C. kefyr. Rzadziej z jamy ustnej są izolowane gatunki C. lusitaniae czy C. utilis, a także szczepy z rodzajów Rhodotorula, Geotrichum oraz Saccharomyces. Grzyby drożdżopodobne często są oporne na leki przeciwgrzybicze. W profilaktyce i terapii zakażeń stosowane są leki roślinne, wśród których jest Aromatol.
Cel pracy. Celem badań była ocena aktywności Aromatolu wobec grzybów drożdżopodobnych wyizolowanych z zakażeń jamy ustnej i górnych dróg oddechowych.
Materiał i metody. Badaniami objęto 35 szczepów grzybów z rodzaju Candida wyizolowanych od pacjentów oraz 6 szczepów wzorcowych. Wrażliwość (MIC) grzybów na Aromatol (Hasco-Lek, Wrocław) oznaczono metodą seryjnych rozcieńczeń w agarze Sabourauda. Zawiesinę zawierającą 105 CFU na kroplę nanoszono aparatem Steersa na powierzchnię agaru z Aromatolem lub bez jego dodatku (kontrola wzrostu szczepów). Inkubację posiewów prowadzono przez 24 godz. w 37°C w warunkach tlenowych. MIC interpretowano jako najmniejsze stężenie Aromatolu, które całkowicie hamowało wzrost testowanych szczepów grzybów.
Wyniki. Wyniki badań wskazują, że najbardziej wrażliwe na Aromatol były szczepy z gatunku Candida albicans, C. glabrata, C. guiliermondii i C. utilis (MIC 7,5-10,0 mg/ml). Szczepy C. kefyr, C. lusitaniae, C. parapsilosis i C. tropicalis okazały się mniej wrażliwe. Wartości MIC dla tych szczepów wynosiły od 7,5 do 20,0 mg/ml. Aromatol był najmniej aktywny wobec grzybów C. krusei. Ich wzrost był hamowany w stężeniu ≥ 20,0 mg/ml.
Wnioski. Największą wrażliwość na Aromatol wykazały szczepy: Candida albicans, C. glabrata, C.guiliermondii i C. utilis. Najmniej wrażliwe okazały się szczepy z gatunku C. krusei.
Summary
Introduction. The yeastlike fungi are frequency isolated from the oral cavity in both healthy and diseased persons (30-65% of the cases). Candida albicans is the most common species. Other species responsible for the infections have also been identified, including the species of the C. glabrata, C. guilliermondii, C. tropicalis, C. krusei, C. parapsilosis and C. kefyr. Also species such C. lusitaniae and C. utilis or from genera Rhodotorula, Geotrichum and Saccharomyces have been isolated occasionally from oral cavity. The yeast like fungi frequently are resistance to antifungal drug. The herbal drug are administered prophylactically and treatment candidosis about various plant drug is Aromatol.
Aim. The aim of this study was to evaluate the effect of the Aromatol on yeastlike fungi isolated from oral cavity and upper respiratory tract.
Material and methods. A total 35 strains of yeastlike fungi isolated from patients and 6 reference strain were tested. The susceptibility (MIC) to Aromatol (Hasco-Lek, Wrocław) of Candida strains was determined by means dilution technique in Sabouraud’s agar. The inoculum containing 105 CFU per spot was seeded with Steers replicator upon the surface of agar with and without herbal drug (strains growth control). Incubation the plates was performed for 24 hrs at 37°C in aerobic conditions. The MIC was interpreted as the lowest concentrations of Aromatol completely inhibiting the growth of tested fungi strains.
Results. The results indicated, that the most susceptible to Aromatol were the strains from the species of Candida albicans, C. glabrata, C. guiliermondii and C. utilis (MIC 7.5-10.0 mg/ml). The strains C. kefyr, C. lusitaniae, C. parapsilosis i C. tropicalis were less susceptible. MIC’s for the strains were to concentrations from 7.5 to 20.0 mg/ml. The Aromatol was the lowest active towards strains from species C. krusei. The growth of the strains were inhibited by concentrations ≥ 20.0 mg/ml.
Conclusions. The most susceptible to Aromatol were strains Candida albicans, C. glabrata, C. guiliermondii and C. utilis. The lowest susceptible were the strains from species C. krusei.
Wstęp
Wśród drobnoustrojów bytujących w jamie ustnej mogą też być obecne grzyby drożdżopodobne. Występują one u 30-65% populacji ludzi. Dominują grzyby z rodzaju Candida, a rzadziej występują szczepy z rodzaju Rhodotorula, Geotrichum czy Saccharomyces (1-4). Uważane są za drobnoustroje oportunistyczne, ponieważ w sprzyjających warunkach mogą powodować zakażenia. W zakażeniach najczęściej uczestniczą grzyby z gatunku Candida albicans, rzadziej inne, w tym: C. glabrata, C. guilliermondii, C. tropicalis, C. krusei, C. parapsilosis i C. utilis. Dużą rolę w kolonizacji grzybów drożdżopodobnych w jamie ustnej odgrywa adhezja, czyli zdolność do przylegania do komórek gospodarza za pomocą obecnych na powierzchni komórek grzybów odpowiednich adhezyn. Adhezja jest też możliwa dzięki oddziaływaniu sił van der Waalsa i elektrostatycznych, a także właściwościom hydrofobowym powierzchni komórek. Rozwojowi grzybów drożdżopodobnych sprzyja też ich zdolność do fermentacji i asymilacji węglowodanów, tj. sacharozy, glukozy i maltozy, a wytwarzane przez nie kwaśne produkty metabolizmu (m.in. kwas octowy) obniżają pH śliny, stwarzając warunki korzystne do ich rozwoju.
Chorobotwórczość grzybów wiąże się też z wytwarzaniem przez nie enzymów hydrolitycznych, w tym lipazy, fosfolipazy oraz proteinaz asparaginowych i fosfomannoesterazy, które przyczyniają się do uszkodzenia komórek gospodarza i inwazji drobnoustrojów w głąb tkanek (5-11). Ponadto mimikra molekularna, a także wytwarzana przez Candida albicans kandydotoksyna, pomagają ominąć niektóre mechanizmy obronne gospodarza (11, 12). W patogenezie zakażeń grzybiczych ważną rolę odgrywa biofilm, który może tworzyć się także na powierzchniach różnych tworzyw sztucznych stosowanych do wytwarzania protez, sztucznych zastawek serca, cewników, drenów czy implantów stomatologicznych, takich jak polichlorek winylu, polimetakrylan metylu i silikon elastomerowy (13-20). Szczepy grzybów wytwarzające biofilm charakteryzują się większą opornością na antymikotyki, co znacznie utrudnia leczenie tych zakażeń (16, 21-26).
Po raz pierwszy oporność szczepów Candida zaobserwowali Hawser i Douglas (27). Wykazali oni, że szczepy wytwarzające biofilm były od 30 do 2000 razy bardziej oporne na leki przeciwgrzybiczne, tj. flukonazol, itrakonazol, ketokonazol i amfoterycynę B, w porównaniu z komórkami planktonowymi (27). Później dane te potwierdzone zostały przez innych autorów (22, 28-30). Natomiast w badaniach in vitro Chandra i wsp. (28) oraz Ramage i wsp. (31) wykazali oporność szczepów Candida wytwarzających biofilm na flukonazol rzędu od 250 do 400 razy wyższą niż komórki będące w fazie planktonowej. W związku z powyższymi informacjami stale poszukuje się nowych środków leczniczych działających skutecznie wobec grzybów drożdżopodobnych. W tym celu testowane są też różne leki ziołowe.
Z dotychczasowych badań wynika, że często preparaty te działają przeciwdrobnoustrojowo. Taką aktywnością charakteryzują się olejki eteryczne. Wśród leków ziołowych o działaniu przeciwbakteryjnym jest Aromatol (Hasco-Lek, Wrocław). Może on być stosowany zarówno w celach zapobiegawczych, jak i leczeniu różnych stanów zapalnych oraz zakażeń w obrębie jamy ustnej i dróg oddechowych. Ma też zastosowanie zewnętrzne w formie nacierań, miejscowo w przypadku użądleń owadów, oraz do płukania jamy ustnej i gardła. Wewnętrznie stosowany jest w przypadku zaburzeń trawienia, niestrawności i wzdęć.
Aromatol jest lekiem wieloskładnikowym. W 100,0 g leku obecne są: lewomentol (1,72 g), olejek cytrynowy (0,57 g), olejek z mięty polnej o obniżonej zawartości mentolu, olejek z kory cynamonowca cejlońskiego i lawendowy (po 0,24 g), olejek goździkowy i cytronelowy (po 0,1 g) oraz etanol 96% i woda oczyszczona. Zawarte w preparacie różne olejki eteryczne są odpowiedzialne za działanie przeciwdrobnoustrojowe.
Olejek cytrynowy otrzymywany jest z cytryny zwyczajnej. Głównym składnikiem jest (+)-limonen. Poza tym zawiera związki, tj. cytral, α-terpineol, α- i β-pinen, cytronelal, octan linalolu i geranylu, γ-pinen oraz kumaryny, bioflawonoidy i pektyny. Działa przeciwdrobnoustrojowo (32-41).
Olejek z mięty polnej, o charakterystycznym zapachu mięty, zawiera szereg związków, m.in.: mentol, menton, mentofuran, eukaliptol, limonen, α- i β-pinen, linalol i izopulegol. Ma aktywność przeciwdrobnoustrojową (33, 41-43).
Olejek cynamonowy uzyskiwany jest z kory lub liści cynamonowca cejlońskiego. Jego głównymi składnikami są aldehyd cynamonowy i eugenol. W mniejszych ilościach występują: aldehyd benzoesowy i dihydrocynamonowy, octan cynamylu, limonen, linalol i kuminol (29, 30). Wykazuje działanie wobec różnych bakterii, grzybów oraz wirusów (35, 44-48).
Olejek lawendowy otrzymywany z kwiatów lawendy lekarskiej zawiera: estry linalolu, α-terpineol, borneol, cyneol i geraniol. Jego aktywność obejmuje szereg drobnoustrojów (34, 49-51).
Olejek goździkowy uzyskiwany jest z pąków goździkowca wonnego. Dominuje w nim eugenol oraz izoeugenol. Poza tym w mniejszych ilościach występują w nim: α- i β-kariofilen, α- i β-pinen, aldehyd cynamonowy, kwas benzoesowy i limonen. Olejek wykazuje silne działanie wobec szeregu różnych drobnoustrojów (51-57).
Powyżej zamieściliśmy fragment artykułu, do którego możesz uzyskać pełny dostęp.
Mam kod dostępu
- Aby uzyskać płatny dostęp do pełnej treści powyższego artykułu albo wszystkich artykułów (w zależności od wybranej opcji), należy wprowadzić kod.
- Wprowadzając kod, akceptują Państwo treść Regulaminu oraz potwierdzają zapoznanie się z nim.
- Aby kupić kod proszę skorzystać z jednej z poniższych opcji.
Opcja #1
29 zł
Wybieram
- dostęp do tego artykułu
- dostęp na 7 dni
uzyskany kod musi być wprowadzony na stronie artykułu, do którego został wykupiony
Opcja #2
69 zł
Wybieram
- dostęp do tego i pozostałych ponad 7000 artykułów
- dostęp na 30 dni
- najpopularniejsza opcja
Opcja #3
129 zł
Wybieram
- dostęp do tego i pozostałych ponad 7000 artykułów
- dostęp na 90 dni
- oszczędzasz 78 zł
Piśmiennictwo
1. Arendorf TM, Walker DM. The prevalence and intra-oral distribution of Candida albicans in man. Arch Oral Biol 1980; 25:1-10. 2. Kurnatowska A. Biologia i ekologia grzybów chorobotwórczych. [W:] Baran E (red.). Zarys mikologii lekarskiej. Volumed, Wrocław 1998; 21-3. 3. Belazi M, Velegraki A, Fleva A i wsp. Candida over growth in diabetic patients: potential predisposing factors. Mycoses 2005; 48:192-6. 4. Grimond AM, Marty N, Boquet H i wsp. Colonization of the oral cavity by Candida species: risk factors in long-term geriatric care. J Oral Sci 2003; 45(1):51-5. 5. Kurnatowska AJ, Rózga A, Kurnatowski P. Aktywność proteinazy asparaginowej szczepów grzybów izolowanych z jamy ustnej. Mik Pol 1999; 6:21-5. 6. Saxena A, Calderone R. Purification and characterization of the extracellular C3d-binding protein of Candida albicans. Int Immunol 1990; 58:309-14. 7. Ghannoum MA. Potential role of phosholipases in virulence and fungal pathogenesis. Clin Microbiol Res 2000; 13:122-43. 8. Macura AB, Voss A, Melchers WJG i wsp. Characterization of pathogenic determination of Candida albicans strains. Zentrbl Bacteriol 1998; 287:501-8. 9. Kantarcioglou SA, Yucel A. Phospholipase and protease activities in clinical Candida isolates with reference to the sources of strains. Mycoses 2002; 45:160-5. 10. Costa CR, Passos XS, Hasimoto LK i wsp. Differences in exoenzyme production and adherence ability of Candida spp. Isolates from catheter blood and oral cavity. Rev Med Trop Sao Paulo 2010; 52(3):139-43. 11. Aynali A, Kaya S, Cicioglu B i wsp. Investigation of virulence factors and determination of antifungal susceptibilities of Candida strains isolates at Suleyman Demirell University Hospital. Acta Med Mediter 2014; 30:391-5. 12. Shoham S, Levitz SM. The immune response to fungal infections. Br J Haematol 2005; 129(5):569-82. 13. Jarvensivu A, Hietaneu J, Reuteumaa R i wsp. Candida yeasts in chronic periodontitis tissues and subgingival microbial biofilms in vivo. Oral Dis 2004; 10:106-12. 14. Hawser SP, Douglas LJ. Biofilm formation by Candida species on the surface of catheter materials in vitro. Infect Immun 1994; 62:915-21. 15. Kuhn DM, Chandra J, Mukherijee PK i wsp. Comparison of biofilms formed by Candida albicans and Candida parapsilosis on bioprosthetic surface. Infect Immun 2002; 70:878-88. 16. Seneviratene CJ, Jin L, Samaranayake LP. Biofilm lifestyle of Candida: a mini review. Oral Dis 2008; 14:582-90. 17. Kumar CPG, Menon T. Biofilm production by clinical isolates of Candida species. Med Mycology 2006; 44:99-101. 18. Thein ZM, Samaranayake YH, Samaranayake LP. In vitro biofilm formation of Candida albicans and non-albicans Candida species under dynamic and anaerobic conditions. Arch Oral Biol 2007; 52:761-7. 19. Edgerton M, Scannapieco FA, Reddy MS i wsp. Human submandibular-sublingual saliva promotes adhesion of Candida albicans to polymethylmethacrylate. Infect Immun 1993; 61:2644-52. 20. Samaranayake LP, Cheung LK, Samara-nayake YH. Candidiasis and other fungal diseases of the mouth. Dermatol Ther 2002; 15:252-70. 21. Jabra-Risk MA, Falkler WA, Meiller TF. Fungal biofilms and drug resistance. Emerging Infect Dis 2004: 10(1):14-9. 22. De Luca C, Guglielminetti M, Ferrario A i wsp. Candidemia: species involved, virulence factors and antimycotic susceptibility. New Microbiol 2012; 35:459-68. 23. Kuhn DM, Ghannoum MA. Candida biofilms: antifungal resistance and emerging therapeutic options. Curr Opin Investig Drug 2004; 5:186-97. 24. Mukherjee PK, Chandra J, Kuhn DM i wsp. Mechanism of fluconazole resistance in Candida albicans biofilms: phase-specific role of efflux pumps and membrane steroids. Infect Immun 2003 Aug; 71(8):4333-40. 25. Ramage G, Vande Walle K, Bachmann SP i wsp. In vitro pharmacodynamic properties of three antifungal agents performed Candida albicans biofilms determined by time-killing studies. Antimicrob Agents Chemother 2002; 46:3634-6. 26. Al-Fattani MA, Douglas LJ. Penetration of Candida biofilms by antifungal agents. Antimicrob Agents Chemother 2004; 48:3291-7. 27. Hawser SP, Douglas LJ. Resistance of Candida albicans biofilms to antifungal agents in vitro. Antimicrob Agents Chemother 1995; 39:2128-31. 28. Chandra J, Kuhn DM, Mukherjee PK i wsp. Biofilm formation by the fungal pathogen Candida albicans: development architecture, and drug resistance. J Bacteriol 2001; 183:5385-94. 29. Kuhn DM, George T, Chandra J i wsp. Antifungal susceptibility of Candida biofilms: unique efficacy of amphotericin B lipid formulations and echinocandins. Antimicrob Agents Chemother 2002; 46:1773-80. 30. Seretko A, Chudzik B, Malm A. In vitro activity of capsofungin against planctonic and sessile Candida sp. cells. Pol J Microbiol 2006; 55:133-7. 31. Ramage G, Vande Walle K, Wickes BL i wsp. Standardized method for in vitro antifungal susceptibility testing of Candida albicans biofilms. Antimicrob Agents Chemother 2001; 45:2475-9. 32. Kirbaslar FG, Tavman A, Dugier B i wsp. Antimicrobial activity of Turkish Citrus peel oils. Pak J Bot 2009; 41(6):3207-12. 33. Eumalai K, Krishnappa K, Neelakanadan T. Antibacterial activity of six essential oils against some pathogenic bacteria. Inter J Rec Sci Rev 2010; 1:21-7. 34. Hammer KA, Carson CF, Riley TV. Antimicrobial activity of essential oils and other plant extracts. J Appl Microbiol 1999; 89(6):985-90. 35. Kędzia B, Hołderna-Kędzia E. Badanie wpływu olejków eterycznych na bakterie, grzyby i dermatofity chorobotwórcze dla człowieka. Post Fitoter 2007; (2):71-7. 36. Nannapanemi R, Multaiyan A, Grandall PG i wsp. Antimicrobial activity of commercial Citrus- based natural extracts against Escherichia coli 0157:H7 isolates and multiresistant strains. Foodborne Pathogens Dis 2008; 5(5):695-9. 37. Al-Marini A, Saour G, Hamound R. In vitro antibacterial effects of five oil extracts intramacrophage Brucella abortus 544. Iran J Med Sci 2012; 37(2):119-25. 38. Kędzia A, Ziół-kowska-Klinkosz M, Włodarkiewicz A i wsp. Wraż-liwość bakterii beztlenowych na olejek cytrynowy (Oleum Citri). Post Fitoter 2013; (2):71-5. 39. Belletti N, Ndagijimana M, Sisto C i wsp. Evaluation of antimicrobial activity of Citrus essence on Saccharomyces cerevisiae. J Agric Food Chem 2004; 52:6932-8. 40. Kędzia A, Kusiak A, Ziółkowska-Klinkosz M i wsp. Wrażliwość bakterii tlenowych na olejek cytrynowy (Oleum Citri). Post Fitoter 2016; (1):8-11. 41. Continho HDM, Costa JGM, Lima EO i wsp. Enhancement of the antibiotic activity against a multiresistant Escherichia coli by Mentha arvensis L. and chlorpromazine. Chemother 2008; 54:328-30. 42. Hawrelak J, Cattley T, Meyers S. Essential oils in the treatment of intestinal dysbiosis: A preliminary in vitro study. Altern Med Rev 2009; 14(4):580-4. 43. Lee SE, Park CG, Cha MS i wsp. Antimicrobial activity of essential oils from Mentha arvensis L. var. piperascens Malivand and Agastrache rugosa O. Kun-tze on Escherichia coli and Salmonella typhimurium. Korean J Med Crop Sci 2002; 10(3):206-11. 44. Kędzia A, Ziółkowska-Klinkosz M, Kusiak A i wsp. Działanie in vitro olejku cynamonowego (Oleum Cinnamomi) na grzyby drożdżopodobne. Post Fitoter 2015; (1):17-20. 45. Aneja KR, Joshi R, Sharma C. Antimicrobial activity of Dalchini (Cinnamomum zeylanicum) bark extracts on some dental caries pathogens. J Pharm Res 2009; 2(9):1387-90. 46. Fani MM, Kohanteb J. Inhibitory activity of Cinnamomum zeylanicum and Eucalyptus globulus oils on Streptococcus mutans, Staphylococcus aureus and Candida species isolates from patients with oral infections. Shiraz Univer Dent J 2011; 11(suppl.):14-22. 47. Tabac M, Arman R, Neeman J. Cinnamon extracts inhibiting effect on Helicobacter pylori. J Ethnopharmacol 1999; 67:69-77. 48. Kędzia A. Aktywność olejku cynamonowego (Oleum Cinnamomum) wobec bakterii beztlenowych. Post Fitoter 2011; (1):3-8. 49. Moon T, Wilkinson JM, Cavanagh HMA. Antibacterial activity of essential oils, hydrols and plant extraction from Australian grown Lavandula spp. Int J Aromather 2006; 16:9-16. 50. Katiyar A, Singh D, Mishra BN. Essential oil: Production for health care in current scenario. Ann Biol Res 2010: 1(3):200-9. 51. Pawar VC, Thaker VS. In vitro efficacy of 75 essential oils against Aspergillus niger. Mycoses 2006; 49:316-23. 52. Kędzia A. Ocena działania przeciwbakteryjnego olejku goździkowego (Oleum Caryophylli). Post Fitoter 2007; (2):66-70. 53. Fabio A, Cermelli C, Fabio G i wsp. Screening of the antibacterial effects of a variety of essential oils on microorganisms responsible for respiratory infections. Phytother Res 2007; 21:374-7. 54. Adorian B, Buchbauer G. Biological properties of essential oils: an updated review. Flavour Fragr J 2010; 25:407-26. 55. Kędzia A, Kusiak A, Kochańska B i wsp. Wrażliwość bakterii tlenowych na olejek goździkowy (Oleum Caryophylli). Post Fitoter 2011; (3):164-8. 56. Nzeak BC, Lawati BA. Comparative studies of antimycotic potential of thyme and clove oil extracts with antifungal antibiotics on Candida albicans. Afr J Biotechnol 2008; 7(11):1612-9. 57. Chao S, Young G, Oberg C i wsp. Inhibition of methicillin-resistant Staphylococcus aureus (MRSA) by essential oils. Flavour Fragr 2008; 23:444-9. 58. Laungnarumitchai S, Lamlertthon S, Tiya-boonchai W. Antimicrobial activity of essential oils against five strains of Propionibacterium acnes. Mahidol Univ J Pharmaceut Sci 2007; 34(1-4):60-4. 59. Pattnaik S, Subramanyam VK, Kole C. Antibacterial and antifungal activity of ten essential oils in vitro. Microbios 1996; 86:237-46. 60. Kędzia A, Kusiak A, Kochańska B i wsp. Aktywność preparatu Aromatol wobec bakterii beztlenowych. Post Fitoter 2015; (4):8-13. 61. Kędzia A, Ciecierski M, Wiśniewska J i wsp. Działanie preparatu Aromatol na bakterie mikroaerofilne i tlenowe wyizolowane z blaszek miażdżycowych tętnic szyjnych. Post Fitoter 2016; (2):77-80.
