Metaloproteinazy i ich udział w degradacji systemów wiążących. Część 1
Metalloproteinases and their role in the degradation of bonding systems. Part 1
Różnice w budowie i poziomie mineralizacji wpływają na tempo i specyfikę procesu próchnicowego toczącego się w szkliwie i zębinie. Głównym czynnikiem etiologicznym choroby próchnicowej są kwasy organiczne produkowane przez bakterie kariogenne, które przez obniżenie pH w środowisku jamy ustnej inicjują próchnicową demineralizację i rozpuszczają zębinę, odsłaniając macierz pozakomórkową (ECM). Macierz jest zbudowana z białek kolagenowych i glikoprotein, stanowi rusztowanie utrzymujące konstrukcję tkanki zębinowej. Kolagen typu I stanowi największą komponentę (90%) macierzy zewnątrzkomórkowej, warunkuje elastyczność, wytrzymałość i właściwości biomechaniczne zębiny. Włókna kolagenowe oraz niekolagenowe proteiny są syntetyzowane i wydzielane przez odontoblasty (1-4).
Niekontrolowany postęp procesu próchnicowego prowadzi do powstania ubytku. Leczenie zmian ubytkowych wymaga odbudowy brakujących tkanek zęba. Współczesna stomatologia odtwórcza promuje w tym celu estetyczne materiały złożone. Ich wykorzystanie wiąże się z wykonaniem określonych procedur, w tym użyciem systemów adhezyjnych. W wyniku aplikacji kwaśnych uzdatniaczy dochodzi do powierzchownej demineralizacji zębiny. Dla stworzenia optymalnej strefy łączenia, tzw. warstwy hybrydowej, zbudowanej z włókien kolagenowych typu I oraz proteoglikanów otoczonych łańcuchami polimerowymi, wskazane jest całkowite wysycenie żywicą wytrawionej kwasem ortofosforowym macierzy zębinowej (5-7). Warstwa hybrydowa, złożona z kolagenu, żywicy, hydroksyapatytu oraz resztek wody, zwana jest też strefą wzajemnej dyfuzji. Monomery żywicy wnikają do wypełnionych wodą przestrzeni pomiędzy sąsiadujące włókna kolagenowe zębiny i tworzą element retencyjny dla materiału odtwórczego (8). W obrębie warstwy hybrydowej impregnacja włókien kolagenowych żywicą nie jest całkowita i część włókien pozostaje odsłonięta. Mogą one zostać zdegradowane przez metaloproteinazy (ang. metalloproteinas – MMPs), co wpływa na osłabienie siły adhezji systemu wiążącego i zębiny. Skurcz materiału odtwórczego towarzyszący zjawisku polimeryzacji może być przyczyną przecieku bakteryjnego, prowadzić do występowania nadwrażliwości zębiny i przebarwień brzegów wypełnienia. Z upływem czasu, degradacja żywicy łączącej jest widoczna jako utrata retencji lub zmniejszenie siły adhezji. Kliniczny przegląd różnych systemów wiążących zastosowanych w ubytkach V klasy według Blacka wykazał największą utratę retencji w badanych zębach w przeciągu 5 lat po zastosowaniu systemów samotrawiących, lepsze wyniki uzyskano przy zastosowaniu systemu adhezyjnego dwu- lub trzyetapowego z wytrawianiem. Największą kliniczną efektywność wykazały wypełnienia glassjonomerowe. Powyższe problemy stwarzają często konieczność wymiany wypełnienia (9).
Połączenie systemów wiążących z macierzą zębinową pozostaje w sferze zainteresowania, gdyż, jak wykazują badania, ulega pogorszeniu wraz z upływem czasu. Wynika to z wpływu na strefę adhezji wielu czynników fizycznych i chemicznych. Wśród nich wymienić należy siły żucia, powtarzalną ekspansję, naprężenia i skurcze spowodowane zmianami temperatury w jamie ustnej (10-17). Zjawiska te prowadzą do degradacji nieosłoniętych włókien kolagenowych, elucji monomerów, będących składnikiem żywicy, i rozkładu jej komponentów (18, 19). W dolnej części warstwy hybrydowej, niezależnie od rodzaju zastosowanego systemu wiążącego, pozostają niechronione i podatne włókna kolagenowe, które mogą ulec hydrolizie przez endogenne enzymy zwane metaloproteinazami (MMPs) (20-22).
MMPs są zamykane wewnątrz zmineralizowanej zębiny w trakcie rozwoju zęba. Mogą hydrolizować składniki macierzy zewnątrzkomórkowej (23-25). Odgrywają znaczącą rolę w procesach fizjologicznych, takich jak rozwój i przebudowa zębiny – dentinogeneza (26, 27). Ich udział odnotowuje się również w przebiegu różnych procesów patologicznych. Wiele metaloproteinaz, w szczególności żelatynazy i MMP-1, zostały powiązane z angiogenezą (28). Zwiększoną aktywność MMPs odnotowuje się w chorobach jamy ustnej, takich jak: zapalenie dziąseł, zapalenie przyzębia, próchnica, zmiany w tkankach okołowierzchołkowych, liszaj płaski czy rak płaskonabłonkowy (29, 30).
1. Chaussain C, Boukpessi T, Khaddam M et al.: Dentin matrix degradation by host-matrix metalloproteinases: inhibition and clinical perspectives toward regeneration. Front Physiol 2013; 4(308): 1-7.
2. Konopka Ł, Brzezińska-Błaszczyk E: Rola metaloproteinaz w chorobach jamy ustnej – nowe możliwości terapii. Dent Med Probl 2008; 45(3): 229-235.
3. Goldberg M, Takagi M: Dentine proteoglycans: composition, ultrastructure and functions. Histochem J 1993; 25(11): 781-806.
4. Linde A, Goldberg M: Dentinogenesis. Crit Rev Oral Biol Med 1993; 4(5): 679-728.
5. Breschi L, Perdigâo J, Gobbi P et al.: Immunocytochemical identification of type I collagen in acid-etched dentin. J Biomed Mater Res 2003; 4(66A): 764-769.
6. Breschi L, Prati C, Gobbi P et al.: Immunohistochemical analysis of collagen fibrils within the hybrid layer: a FEISEM study. Oper Dent 2004; 29(5): 538-546.
7. Marshall GW Jr, Marshall SJ, Kinneyt JH, Balooch M: The dentin substrate: structure and properties related to bonding. J Dent 1997; 25(6): 441-458.
8. Nakabayashi N, Kojima K, Masuhara E: The promotion of adhesion by the infiltration of monomers into tooth substrates. J Biomed Mater Res 1982; 16(3): 265-273.
9. Peumans M, Kanumilli P, De Munck J et al.: Clinical effectiveness of contemporary adhesives: A systematic review of current clinical trials. Dent Mater 2005; 21(9): 864-881.
10. De Munck J, Van Landuyt K, Peumans M et al.: A critical review of the durability of adhesion to tooth tissue: methods and results. J Dent Res 2005; 84(2): 118-132.
11. Sano H, Yoshikawa T, Pereira PNR et al.: Long-term durability of dentin bonds made with a self-etching primer, in vivo. J Dent Res 1999; 78(4): 906-911.
12. Hashimoto M, Ohno H, Kaga M et al.: In vivo degradation of resin-dentin bonds in humans over 1 to 3 years. J Dent Res 2000; 79(6): 1385-1391.
13. Hashimoto M, Ohno H, Sano H et al.: Micromorphological changes in resin-dentin bonds after 1 year of water storage. J Biomed Mater Res 2002; 63(3): 306-311.
14. Takahashi A, Inoue S, Kawamoto C et al.: In vivo long-term durability of the bond using two adhesive systems. J Adhes Dent 2002; 4(2): 151-159.
15. Hashimoto M, Ohno H, Sano H, Kaga M et al.: In vitro degradation of resin-dentin bonds analyzed by microtensile bond test, scanning and transmission electron microscopy. Biomaterials 2003; 24(21): 3795-3803.
16. Hashimoto M, Sano H, Yoshida E et al.: Effects of multiple adhesive coatings on dentin bonding. Oper Dent 2004; 29: 416-423.
17. Yang B, Adelung R, Ludwig K et al.: Effect of structural change of collagen fibrils on the durability of dentin bonding. Biomaterials 2005; 26(24): 5021-5031.
18. Eick JD, Gwinnett AJ, Pashley DH, Robinson SJ: Current concepts on adhesion to dentin. Crit Rev Oral Biol Med 1997; 81(3): 306-335.
19. Finer Y, Santerre JP: Salivary esterase activity and its association with the biodegradation of dental composites. J Dent Res 2004; 83(1): 22-26.
20. Pashley DH, Tay FR, Yiu C et al.: Collagen degradation by host-derived enzymes during aging. J Dent Res 2004; 83(3): 216-221.
21. Carrilho MRO, Carvalho RM, Goes MF et al.: Chlorhexidine preserves dentin bond in vitro. J Dent Res 2007; 86(1): 90-94.
22. Tjaderhane L, Larjava H, Sorsa T et al.: The activation and function of host matrix metalloproteinases in dentin matrix breakdown in caries lesions. J Dent Res 1998; 77(8): 1622-1629.
23. van Strijp AJ, Jansen DC, DeGroot J et al.: Host-derived proteinases and degradation of dentine collagen in situ. Caries Res 2003; 37: 58-65.
24. Brinckerhoff CE, Matrisian LM: Matrix metalloproteinases: a tail of a frog that became a prince. Nat Rev Mol Cell Biol 2002; 3(3): 207-214.
25. Martin-De Las Heras S, Valenzuela A, Overall CM: The matrix metalloproteinase gelatinase A in human dentine. Oral Biol 2000; 45(9): 757-765.
26. Sulkala M, Wahlgren J, Larmas M et al.: The effects of MMP inhibitors on human salivary MMP activity and caries progression in rats. J Dent Res 2001; 80(6): 1545-1549.
27. Visse R, Nagase H: Matrix metalloproteinases and tissue inhibitors of metalloproteinases: structure, function, and biochemistry. Circ Res 2003; 92(8): 827-839.
28. Handsley MM, Edwards DR: Metalloproteinases and their inhibitors in tumor angiogenesis. Int J Cancer 2005; 115(6): 849-860.
29. Zhou XJ, Sugerman PB, Savage NW, Walsh LJ: Matrix metalloproteinases and their inhibitors in oral lichen planus. J Cutan Pathol 2001; 28(2): 72-82.
30. Chaussain-Miller C, Fioretti F, Goldberg M, Menashi S: The role of matrix metalloproteinases (MMPs) in human caries. J Dent Res 2006; 85(1): 22-32.
31. Mazzoni A, Mannello F, Tay FR: Zymographic analysis and characterization of MMP-2 and -9 forms in human sound dentin. J Dent Res 2007; 86(5): 436-440.
32. Maskos K: Crystal structures of MMPs in complex with physiological and pharmacological inhibitors. Biochimie 2005; 87(3-4): 249-263.
33. Murphy G, Allan JA, Willenbrock F et al.: The role of the C-terminal domain in collagenase and stromelysin specificity. J Biol Chem 1992; 267(14): 9612-9618.
34. Nagase H: Activation mechanisms of matrix metalloproteinases. Biol Chem 1997; 378(3-4): 151-160.
35. Egeblad M, Werb Z: New functions for the matrix metalloproteinases in cancer progression. Nat Rev Cancer 2002; 2(3): 161-174.
36. Hartung HP, Kieseier BC: The role of matrix metalloproteinases in autoimmune damage to the central and peripheral nervous system. J Neuroimmunol 2000; 107(2): 140-147.
37. Jańczuk Z, Kaczmarek U, Lipski M: Stomatologia zachowawcza z endodoncją. Zarys kliniczny. Wyd. 4. PZWL, Warszawa 2014: 67-69.
38. Lipka D, Boratyński J: Metaloproteinazy MMP. Struktura i funkcja. Post Hig Med Dosw 2008; 62: 328-336.
39. Jung P, Zimowska M: Metaloproteinazy macierzy zewnątrzkomórkowej w rozwoju, fizjologii i procesach degeneracyjnych mięśni szkieletowych. Postępy Biochemii 2016; 62(1): 25-35.
40. Lehmann N, Debret R, Romèas A et al.: Self-etching increases matrix metalloproteinase expression in the dentin-pulp complex. J Dent Res 2009; 88(1): 77-82.
41. Mazzoni A, Pashley DH, Nishitani Y et al.: Reactivation of inactivated endogenous proteolytic activities in phosphoric acid-etched dentine by etch-and-rinse adhesives. Biomaterials 2006; 27(25): 4470-4476.
42. Nishitani Y, Yoshiyama M, Wadgaonkar B et al.: Activation of gelatinolytic/collag enolytic activity in dentin by self-etching adhesives. Eur J Oral Sci 2006; 114(2): 160-166.
43. Breschi L, Mazzoni A, Ruggeri A et al.: Dental adhesion review: aging and stability of the bonded interface. Dent Mater 2008; 24(1): 90-101.
44. Perdigao J, Lambrechts P, Van Meerbeek B et al.: Morphological field emission-SEM study of the effect of six phosphoric acid etching agents on human dentin. Dent Mater 1996; 12(4): 262-271.
