Zgodnie z aktualną wiedzą materiały adhezyjne uwalniające fluor powinno się stosować w wypełnianiu ubytków próchnicowych. W wyniku połączenia materiałów złożonych i cementów szkło-jonomerowych w latach 90. XX wieku powstały kompomery (1, 2). Materiały te zawierają w swoim składzie zmodyfikowany monomer i szkło krzemowe uwalniające fluor. Między innymi z tego powodu budzą duże zainteresowanie wśród lekarzy praktyków, szczególnie stomatologów dziecięcych (2, 3). Istotną zaletą tych materiałów w porównaniu z cementami szkło-jonomerowymi jest nieograniczony czas pracy, ponieważ ich wiązanie następuje pod wpływem światła emitowanego z urządzeń do utwardzania wypełnień. Stosowane powszechnie do polimeryzacji lampy halogenowe ze względu na szybkie zużycie i niewystarczającą energooszczędność, coraz częściej są zastępowane przez lampy diodowe (4). Pierwsze lampy diodowe nie spotkały się z pozytywnym przyjęciem, ponieważ nie zawsze zapewniały pełną, wymaganą polimeryzację, powodując nieodpowiednią jakość polimeryzowanych materiałów, szczególnie ich dużą cytotoksyczność. Wynikało to ze zbyt małej mocy światła emitowanego przez te lampy. Na początku XXI wieku wprowadzono II generację lamp diodowych charakteryzujących się większą wydajnością diod elektroluminescencyjnych. W dostępnym piśmiennictwie pojawiają się wątpliwości na temat biokompatybilności kompomerów utwardzanych światłem halogenowym i diodowym (5).

Celem pracy była ocena cytotoksyczności wybranych kompomerów, używając do ich polimeryzacji lampy halogenowej i diodowej.

Badania przeprowadzono z użyciem dwóch kompomerów: Dyract Extra (Dentsply) i Compoglass F (Ivoclar Vivadent). Materiały w kolorze A₂ aplikowano do plastikowych pierścieni o wymiarach 5 mm (wewnętrzna średnica) x 5 mm (wysokość). Wykonano po 12 próbek każdego materiału. Połowę próbek (6 sztuk) polimeryzowano przez 20 sekund w dwóch warstwach lampą halogenową (Polylux II, Kavo) i drugą połowę lampą diodową (B-Max, Tecno-Gaz, 1600 mW/cm²). Pierścienie z materiałami umieszczano w insertach (f. Nunc) o polu powierzchni 0,47 cm² i średnicy porów 0,4 μm znajdujących się w 24-dołkowych płytkach hodowlanych (f. Nunc), zawierających fibroblasty dziąsła ludzkiego. W każdej z 24-dołkowych płytek, 6 dołków z insertami bez materiałów stanowiło kontrolę.

Ludzkie fibroblasty dziąsła posiadające zdolność adhezji (ang. adherent permanent cell lines) (ATCC^® CRL-2014HGF-1, LGC Promochem) wzrastały w pojemnikach Falcon (pole powierzchni wzrostu 75 cm²) na podłożu DMEM (Dulbecco’s Modified Eagle’s Medium) z dodatkiem 10% płodowej surowicy bydlęcej (FBS) w temperaturze 37°C, 5% CO₂ i 95% wilgotności. Po osiągnięciu zlewnego wzrostu komórki oddzielano 0,25% roztworem trypsyny z dodatkiem 0,53 mM EDTA. Aktywność enzymu hamowano przez dodanie medium z 10% FBS. Zawiesinę komórkową rozcieńczano w świeżym podłożu, posiewano w 24-dołkowych płytkach i inkubowano przez 24 godz.

Ocenę toksyczności badanych materiałów wobec ludzkich fibroblastów dziąsła przeprowadzono w oparciu o test MTT. Metoda ta pozwala na określenie żywotności i proliferacji komórek na podstawie aktywności mitochondrialnej dehydrogenazy bursztynianowej. W żywych komórkach enzym ten powoduje redukcję żółtej soli tetrazolowej – MTT – bromku 3-(4,5-dimetylotiazol-2-ilo)-2,5-difenylotetrazoliowego do fioletowego formazanu. Zawartość barwnika oznacza się w spektrofotometrze absorpcyjnym. Ilość formazanu jest wprost proporcjonalna do liczby żywych komórek w hodowli. Przy niskiej przeżywalności komórek stwierdza się małą aktywność enzymu i tym samym niską zawartość fioletowego formazanu i obniżone wartości absorbancji.

Płytki hodowlane z komórkami i zaaplikowanymi materiałami inkubowano w temperaturze 37°C, 5% CO₂ i 95% wilgotności przez 24 godz. Po upływie tego czasu inserty z materiałami usuwano, do każdego dołka dodawano 1 ml bromku 3-(4,5-dimetylotiazol-2-ilo)-2,5-difenylotetrazoliowego (MTT) w stężeniu 0,5 mg/ml podłoża i inkubowano przez 2 godz. w podanych wyżej warunkach, bez dostępu światła. Następnie aspirowano płyn z hodowli, dodawano 1 ml isopropanolu zakwaszonego kwasem solnym (0,04 mol/L^-1). Uzyskany roztwór krótko mieszano celem rozpuszczenia kryształków formazanu. Pomiaru absorbancji dokonywano za pomocą dwuwiązkowego spektrofotometru absorpcyjnego Lambda EZ 201 (f. Perkin Elmer) przy długości fali 560 nm.